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Beginnen Sie mit fluoreszenzmarkierten, induzierten pluripotenten Stammzellen, die aus neuralen Vorläuferzellen oder NPCs gewonnen werden.
Resuspendieren Sie die Zellen in einem extrazellulären Matrix-Hydrogel, um eine einheitliche Zell-Matrix-Mischung zu erzeugen.
Die Mischung auf Eis ausbrüten.
Übertragen Sie als Nächstes ein menschliches zerebrales Organoid in eine Schale.
Entfernen Sie überschüssige Medien und stellen Sie die Schale für den Injektionsvorgang unter ein Mikroskop.
Geben Sie das Zell-Matrix-Gemisch auf einen vorgekühlten, sterilen Objektträger und aspirieren Sie es mit einer vorgekühlten Spritze.
Injizieren Sie die Mischung langsam auf die Organoidoberfläche, um die Gewebezerstörung zu minimieren.
Lassen Sie das Organoid kurz ruhen, fügen Sie dann Medien hinzu, geben Sie das Organoid in eine Multi-Well-Platte und inkubieren Sie.
Das Hydrogel verfestigt sich und verankert die NPCs an der Injektionsstelle. Verfolgen Sie die NPCs mit Hilfe der Fluoreszenzmikroskopie.
Im Laufe der Zeit vermehren sich die NPCs und wandern in entfernte Regionen des Organoids, wo sie sich in unreife und reife Neuronen differenzieren.
Dies ermöglicht eine zuverlässige Zelltransplantation mit minimaler Organoid-Störung, die für die neurale Zelltherapie geeignet ist.
Beginnen Sie damit, die Einzelzellsuspension von induzierten pluripotenten Stammzellen oder iPSC-abgeleiteten neuralen Vorläuferzellen (NPCs) aus dem Eis zu entfernen und sie fünf Minuten lang bei 4 Grad Celsius bei 300 g zu zentrifugieren.
Entfernen Sie den Überstand und resuspendieren Sie das Zellpellet in 3 Milligramm pro Milliliter gelöster Basalmembranmatrix, um ein Endvolumen von zwei Mikrolitern pro Injektion zu erhalten. Legen Sie die Suspension sofort wieder auf das Eis, bis sie verwendet wird. Füllen Sie die vorgekühlte Spritze aus dem 20-Grad-Gefrierschrank zur weiteren Verwendung in einen Eiskübel.
Nehmen Sie als Nächstes die Organoidplatte des Gehirns aus dem Inkubator und geben Sie das Organoid mit einer Spitze mit breiter Bohrung in eine 35-Millimeter-Schale. Um die Organoide zu stabilisieren und die Injektion zu erleichtern, entfernen Sie das Medium so weit wie möglich, ohne das Organoid zu beschädigen. Legen Sie die 35-Millimeter-Schale, die das Organoid enthält, unter ein Präpariermikroskop, um die Injektion zu erleichtern.
Sobald die Organoide zur Injektion bereit sind, resuspendieren Sie die EGFP-markierten NPC-Zellen vorsichtig mit einer gekühlten P20-Pipettenspitze und geben Sie zwei Mikroliter dieser Zellen auf einen vorgekühlten sterilen Glasobjektträger. Nehmen Sie eine vorgefüllte Insulinspritze aus dem Eis und ziehen Sie die 2 Mikroliter Zellsuspension langsam mit der Fase der Nadel nach unten nach oben. Öffnen Sie den Deckel der Schale, in der sich das Organoid befindet, bevor Sie das Mikroskop darauf fokussieren.
Halten Sie die Schüssel mit einer Hand fest, legen Sie die Fase der Nadel nach oben. Und mit der anderen Hand injizieren Sie die Zelle langsam in die Organoidoberfläche. Nachdem Sie die Zellen injiziert haben, setzen Sie den Deckel wieder in die Schale ein und inkubieren Sie das injizierte Organoid ein bis zwei Minuten lang.
Geben Sie dann vorsichtig 500 Mikroliter des Organoid-Mediums in die Platte, bevor Sie das Organoid in eine 24-Well-Platte mit einer breiten Bohrungsspitze überführen. Inkubieren Sie das Organoid bei 37 Grad Celsius und 5 Prozent Kohlendioxid mit einem vollständigen Mediumwechsel jeden zweiten Tag.