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Nehmen Sie eine Multiwell-Platte, die eine Epithelzellkultur aus Säugetieren enthält.
Fügen Sie in den Testvertiefungen einen bakteriellen Krankheitserreger zusammen mit Polymerkügelchen hinzu, die an bakterielle Oberflächenproteine gekoppelt sind.
Geben Sie in die Kontrollvertiefungen den Erreger und die Kügelchen ohne bakterielle Oberflächenproteine. Ausbrüten.
In den Testvertiefungen ahmen die Kügelchen die Bakterienoberfläche nach und konkurrieren mit dem Erreger um die Bindung an die Phosphatidsäure der Epithelzellmembran, wodurch die Anheftung der Bakterien reduziert wird.
In den Kontrollvertiefungen beeinflussen die Kügelchen die Anheftung der Bakterien nicht.
Entfernen Sie das Medium und waschen Sie es mit Puffer, um ungebundene Bestandteile zu entfernen.
Inkubieren Sie mit einem nichtionischen Detergens, um die Zellen zu lysieren und membrangebundene Bakterien und Kügelchen freizusetzen.
Pipettieren Sie das Lysat, um eine homogene Suspension zu erzeugen, und verdünnen Sie das Homogenat seriell mit Puffer.
Übertragen Sie die Verdünnungen auf Agarplatten, inkubieren Sie, um die Koloniebildung zu ermöglichen, und zählen Sie die Kolonien.
Die Testplatte weist weniger Kolonien auf als die Kontrollen, was auf eine verringerte Bakterien-Wirt-Interaktion hinweist.
Bereiten Sie Infektionsmedien vor, indem Sie Bakterienkulturen in farbloses DMEM ohne Zusatzstoffe verdünnen.
Vorgewärmt auf 37 Grad Celsius mit 10 % Volumen-zu-Volumen-Suspension. Um einen MOI von 10 zu erhalten, bereiten Sie einen Milliliter pro Vertiefung und 10 bis 20 % überschüssiges Volumen pro Probe vor. Entfernen Sie das alte Medium aus den Vertiefungen und waschen Sie die kultivierten HeLa-Zellen, indem Sie in jede Vertiefung einen Milliliter steriles PBS geben, das auf 37 Grad Celsius vorgewärmt wurde. Entfernen Sie das PBS und fügen Sie einen Milliliter Infektionsmedium pro Vertiefung hinzu. Es werden Lösungen hinzugefügt, die Kontrollkügelchen und Bakterien als Positivkontrollen und Adhäsionskügelchen und keine Bakterien als Negativkügelchen enthalten.
Fügen Sie DMEM mit 0,1 % Triton X 100 als Lysekontrolle hinzu.
Inkubieren Sie die Platte in einem Gewebekultur-Inkubator bei 37 Grad Celsius für die gewünschte Zeit.
Die Messung der bakteriellen Adhäsion erfolgt eine Stunde nach der Infektion. Entfernen Sie das Medium aus der Zellschicht und waschen Sie die Zellschicht gründlich mit sterilem, vorgewärmtem PBS, um alle nicht gebundenen Zellen zu entfernen. Waschen Sie jedes Mal mindestens drei- bis viermal mit einem Milliliter PBS. Lysieren Sie die Wirtszellen, indem Sie in jede Vertiefung einen Milliliter einer sterilen Triton X 100 Lösung in PBS mit 1 Vol.-% geben. Inkubieren Sie die Platte fünf Minuten lang bei 37 Grad Celsius.
Pipettieren Sie jede Probe mehrmals auf und ab, bevor Sie den Inhalt jeder Vertiefung in separate 1,5-Milliliter-Röhrchen überführen. Bereiten Sie zehnfache serielle Verdünnungen der Proben zu sterilem PBS vor. 100 Mikroliter jeder Probe auf marinen LB-Agar auftragen und mit einem Zellverteiler verteilen. Optimieren Sie die Verdünnung auf der Platte in Abhängigkeit von den Bakterienstämmen und dem Zeitpunkt.
Für diesen Versuchsaufbau ergibt eine 10- bis fünfte oder 10- bis sechsfache Verdünnung eine geeignete Anzahl von KBE. Inkubieren Sie die Platten über Nacht bei 37 Grad Celsius. Zählen Sie die Bakterien am nächsten Tag durch Koloniezählung auf.