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Nehmen Sie eine Lactococcus lactis-Kultur , die die membrangebundene Peptidase NisP exprimiert.
Mischen Sie die Kultur mit einem nährstoffreichen Medium.
Geschmolzenen Agar hinzufügen, mischen und in einen Teller gießen, um L. lactis gleichmäßig im Agar zu verteilen.
Sobald sie erstarrt sind, stanzen Sie Vertiefungen in den Agar.
Nehmen Sie als nächstes rekombinante E. coli , die Wildtyp- oder modifizierte Vorläufervarianten des antimikrobiellen Peptids Nisin produzieren.
Zentrifugieren Sie, um die Bakterien zu pelletieren, verwerfen Sie die Überstände und resuspendieren Sie die Pellets in Puffer.
Beschallen Sie, um die Bakterien zu lysieren, zentrifugieren Sie und übertragen Sie die Überstände in frische Röhrchen.
Normalisieren Sie die Lysate mit Hilfe von Puffern auf die gleiche optische Dichte, um konsistente Peptidspiegel zu gewährleisten.
Pipettieren Sie jede Probe in einzelne Agar-Vertiefungen und inkubieren Sie die Proben.
Während der Inkubation diffundieren die Nisin-Vorläuferpeptide in den Agar und werden von NisP gespalten, wodurch reifes Nisin entsteht.
Reifes Nisin hemmt das Wachstum von L. lactis und bildet klare Halos um das Bohrloch.
Vergleichen Sie die Halo-Größen, um die antimikrobielle Aktivität von Nisin-Varianten zu bewerten.
Geben Sie einen Milliliter der Lactococcus lactis-Vorkultur zu 25 Millilitern 2X M17-Bouillon mit 10 Mikrogramm pro Milliliter Chloramphenicol und zwei Prozent Glukose. Fügen Sie dann 25 Milliliter lauwarmes geschmolzenes Agar hinzu, mischen Sie und gießen Sie die Lösung in eine große Petrischale. Trocknen Sie die Platte unter sterilen Bedingungen 10 bis 15 Minuten lang.
Sterilisieren Sie dann die Enden einer Pasteur-Pipette aus Glas durch Flamme. Nachdem die Pipette abgekühlt ist, verwenden Sie ihr breites Ende, um Löcher in den erstarrten Agar zu bohren. Beschriften Sie den Boden der Petrischale für jede Probe neben der entsprechenden Lochposition.
Für den Aktivitätsassay nehmen Sie die Ein-Milliliter-Proben der E.coli-Produktionskulturen und zentrifugieren sie drei Minuten lang bei 7.000 mal g. Das restliche Medium aspirieren und das Zellpellet durch Pipettieren in 500 Mikrolitern Natriumphosphatpuffer resuspendieren.
Als nächstes beschallen Sie die Probe auf Eis, indem Sie die Spitze der Sonde in die Zellsuspension eintauchen. Starten Sie die Beschallung. Zentrifugieren Sie dann das Zelllysat 10 Minuten lang bei 13.000 g G, um Zellreste zu pelletieren.
Den Überstand in ein neues Reaktionsgefäß auf Eis überführen. Die Überstände werden mit Natriumphosphatpuffer verdünnt und auf einen Milliliter eines OD600 normalisiert, was 0,6 entspricht, bezogen auf die geerntete Zelldichte. Um die antimikrobielle Aktivität zu testen, geben Sie 40 Mikroliter der normalisierten Probe in das dafür vorgesehene Loch des Indikator-Agars.
Warten Sie, bis die gesamte Probe in den Agar diffundiert ist. Inkubieren Sie die Platte über Nacht bei 30 Grad Celsius. Machen Sie am nächsten Tag Fotos von der Agarplatte mit einem Flachbettscanner oder einer Digitalkamera.
Die Größe des Wachstumshemmungshalos kann von Hand oder mit Hilfe von Software gemessen werden.