Elektroporationsbasierte Abgabe fluoreszierender Biomoleküle in Bakterienzellen

0 Ansichten4:55 Min. • November 28th, 2025

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Beginnen Sie mit einer gekühlten Cuvette, die eine Suspension elektrokompetenter Bakterienzellen enthält, die eine erhöhte Anfälligkeit für Membranpermeabilisierung haben.

Die Suspension enthält außerdem Biomoleküle, die mit organischen Fluorophoren markiert sind.

Führen Sie einen Hochspannungs-Elektroimpuls an, um temporäre Membranporen zu erzeugen, die den Eintritt in das Zytoplasma ermöglichen.

Gib ein nährstoffreiches Medium hinzu und übertrage die Zellen in ein Rohr. Inkubieren, um die Membranreparatur zu fördern.

Zentrifugiere die Zellen und entsorge dann den Supernatant mit nicht internalisierten Biomolekülen.

Lassen Sie die Zellen in einem salzreichen Puffer mit einem Reinigungsmittel wieder suspendieren, um oberflächenhaftende Biomoleküle zu lösen.

Zentrifugieren Sie erneut, entsorgen Sie den Supernatant und lassen Sie die Zellen im Puffer wieder suspendieren.

Übertragen Sie die Suspension auf einen Filter und eine Zentrifuge, um den Durchfluss mit nicht internalisierten Biomolekülen zu entsorgen. Anschließend spülen Sie die Zellen mit frischem Puffer ab und suspendieren Sie sie erneut.

Stellen Sie die Zellen auf ein Agarose-Pad und legen Sie einen Deckzettel an. Die fluoreszierend markierten Bakterien sind bereit zur Visualisierung.

Beginnend mit einem Vorrat fluoreszierender Biomoleküle, die in einem niedrigen ionenstarken Puffer hergestellt werden, werden bis zu fünf Mikroliter der Biomoleküle entweder in einen 20-Mikroliter-Aliquot kompetenter Bakterien oder 50 Mikroliter kompetente Hefezellen übertragen. Die Menge der fluoreszierenden Biomoleküle, die mit den Zellen inkubiert werden, korreliert direkt mit der Anzahl der pro Zelle nach der Elektroporation internalisierten Biomoleküle.

Lassen Sie die Mischung bis zu 10 Minuten auf Eis ausbrüten. Gleichzeitig wählen Sie eine Elektroporations-Cuvette mit geeignetem Elektrodenabstand aus und kühlen Sie sie auf Eis. Übertragen Sie die Zellmischung in die vorgekühlte Cuvette.

Klopfen Sie sanft ein paar Mal auf die Cuvette, um eventuelle Blasen aus der Lösung zu entfernen. Entfernen Sie jegliche Feuchtigkeit aus der Cuvette mit einem Papiertuch und legen Sie die Cuvette in den Elektroporator. Führen Sie einen Hochspannungsimpuls auf die Zellen an.

Überprüfen Sie nach diesem Vorgang, dass die auf dem Elektroporator angezeigte Zeitkonstante zwischen vier und sechs Millisekunden liegt. Niedrigere Zeitkonstanten sind oft auf überschüssiges Salz oder Blasen in der Cuvette zurückzuführen, was die Aufnahme von Biomolekülen in die Zellen verringern oder vollständig hemmen kann. Pulse mit höherer Spannung verbessern die Zelllast, können aber auch die Lebensdauer der Zelle beeinträchtigen.

Unmittelbar nach der Elektroporation werden 500 Mikroliter Reichmedium hinzugefügt und die Zellen in ein frisches 1,5-Milliliter-Rohr übertragen. Lassen Sie die Zellmembran sich erholen, indem die Bakterien bei 37 Grad Celsius oder Hefe bei 29 Grad Celsius für 2 bis 10 Minuten inkubiert werden. Nach der Einbindung und Wachstumserholung des Biomoleküls wird die Zellen für eine Minute in einer vier Grad Celsius vorgekühlten Zentrifuge gedreht und das Supernatant entsorgt.

Das Pellet wird in 500 Mikrolitern Puffer wieder aufgehängt und die Prozesse zum Herunterdrehen, zur Entfernung des Überlagerungsmittels und zur Pufferauffederung noch dreimal wiederholt. Diese Waschschritte entfernen alle Spuren nicht internalisierter Biomoleküle aus der Zellsuspension.

Bei der Internalisierung markierter Proteine wird ein zusätzlicher Reinigungsschritt durchgeführt, indem die Zellsuspension in ein 1,5-Milliliter-Rohr mit einem 0,22-Mikron-Membranfilter oben auf der Oberfläche pipettiert wird. Trennen Sie die Zellen durch Zentrifugation vom Puffer, wobei genügend Flüssigkeit über dem Filter bleibt, um ein Austrocknen der Zellen zu vermeiden, und entsorgen Sie den Durchflussanteil. Unter dem Filter geben Sie 500 Mikroliter frisches PBS über die Zellen und wiederholen Sie die Kombination aus einem Spin-down und einer frischen PBS-Zugabe zweimal.

Führen Sie eine letzte Drehung bei 3.300 g für eine Minute durch, um die vorherige PBS-Wäsche zu entfernen. Setzen Sie die Zellen mit 150 Mikrolitern PBS wieder auf.

Schließlich entferne du den oberen Deckelzettel vom zuvor gemachten Agarose-Pad. Laden Sie die Zellen auf das Pad, indem Sie 10 Mikroliter der Zellsuspension tropfweise pipettieren. Nachdem ein neues, gereinigtes Deckblatt auf das Agarose-Pad gelegt wurde, sind die eingelagerten Zellen nun bereit für die Fluoreszenzmikroskopie.

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Zuletzt aktualisiert: 15 August 2026