Name: Multiple-Maus Neuroanatomische Magnetic Resonance Imaging (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-27T09:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 8 s
Description: Lernen Sie die hochdurchsatzfähige Phänotypisierung genetisch veränderter Mäuse mittels Magnetresonanztomografie. Diese Methode ermöglicht die dreidimensionale Analyse ganzer Gehirne bei erhaltener makroskopischer Anatomie.

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Diese Arbeit ist Teil des Mouse Imaging Centre (MICE) an der Hospital for Sick Children und der University of Toronto.

1. Multiple-Maus in vivo Brain Imaging: Bei der Abbildung lebender Tiere, mehrere wichtige Funktionen müssen in der gesamten Imaging-Sitzung zu präsentieren: 1) eine sichere Methode der Anästhesie, 2) Umwelt-Steuerung und 3) physiologische Überwachung. Darüber hinaus bei der Abbildung mehrere Fächer gleichzeitig, gibt es Komplexitäten in Bezug auf die einfache und schnelle Zubereitung und die Reproduzierbarkeit der Tier-Positionen zu Bildregistrierung erleichtern aufgenommen. Daher wurden drei große benutzerdefinierte Komponenten konstruiert und gefertigt: ein Ladesystem für die Mäuse in HF-Spulen innerhalb des MRI, eine Induktion Kammer einlegen, um Vorbereitung und eine Plattform mit eingebetteten Überwachung führt zu Position Standardisierung zu erleichtern. Die Loading-System: Die Maus loading-System besteht aus zwei Hauptteilen: der 'Maus Bienenstock "und der" Be-Array ". Die Maus hive Hauptfunktion ist es, sieben Millipede HF-Spulen (Varian NMR Systems, Palo Alto, CA) in einer hexagonalen Anordnung innerhalb des Magneten Bohrung Position. Die Belastung Array ist so konzipiert zu halten und zu transportieren mehrere Mäuse in 50 Milliliter Zentrifugenröhrchen mit Löchern, durch deren Tipps gebohrt, um Eindringen von Narkosegas ermöglichen untergebracht. Nach der Mäuse anästhesiert und eine Schnittstelle für die Überwachung Ausrüstung Vorbereitung Bereich in der Nähe des Magneten sind, werden sie in den modifizierten Zentrifugenröhrchen gesteckt und montiert auf die Ladefläche Array. Nach der Montage alle Mäuse, ist die Belastung Array transportiert und in die Magneten positioniert und auf einer Schiene-System. Das Schienensystem kann das Array zu koppeln mit der Maus Bienenstock, wenn sich die Bohrung des Magneten geschoben. Als vollständig in der Magnet, der Zentrifugenröhrchen andocken der Narkose Abgabesystem innerhalb der HF-Spulen eingesetzt. Isofluran mit Sauerstoff vermischt wird von der Maus hive Ende der Probe durch ein Rohr entlang der Achse der jede einzelne Feder geliefert. Das Narkosegas-Gemisch strömt in den Rohren, vorbei an den Mäusen und wird durch eine aktive Spülung Gerät an der Rückseite des Ladens array (Abbildung 1) gesammelt. Die Induction Kammer: Da bildgebende Zeiten können bis zu drei Stunden, die Minimierung Tier Vorbereitungszeit ist entscheidend für die Maus Exposition auf die Anästhesie zu begrenzen. Daher haben wir eine eigene Induktion Kammer des Herstellungsverfahrens (Abb. 2) zu rationalisieren entwickelt. Der Brauch Induktion Kammer schafft eine einheitliche Umgebung für Induktions-und Verarbeitung von mehreren Mäusen. Hergestellt aus klarem Acrylglas, ermöglicht die Induktion Kammer verfügt selbstschliessend Silikon Iris Ports Betäubung Leckage zu minimieren und den Benutzer auf das interne Umfeld, ohne die Notwendigkeit für spezielle Handschuhe zugreifen. Im Vergleich zu herkömmlichen Maske und Schaltungen für eine einzelne Maus, ist die Induktion Kammer groß genug, um bis zu zwanzig Mäuse Haus und ermöglicht freien Manipulation der Mäuse ohne das Anbringen von schwerfälligen Röhren und Masken. Das Gerät ist mit einem konstanten Fluss von Narkosegas, das unter Verwendung eines passiven Spülsystem wird mitgeliefert. Resistive Heizelemente werden verwendet, um den Boden der Kammer Wärme an die Tiere die Körpertemperatur während der Vorbereitung zu halten. Der Schlitten: Eines der heikelsten und zeitraubende Aspekte der Vorbereitung Mäuse für die MRT sind die Anwendung von Elektrokardiogramm (EKG) Elektroden und rektale Temperatur-Sonden. Darüber hinaus wurden viele der herkömmlichen Elektroden, wie Manschette und Nadelelektroden, fand das Tier Haltung macht es schwierig, die Positionierung zu standardisieren verzerren. Deshalb haben wir eine eigene formschlüssige Positionierung Plattform mit eingebetteter EKG erfunden, genannt Atmung und Temperatur-Sonden den "Schlitten" (US-Patent 7.146.936) (Abbildung 3). Motion-Beschränkungen von Klettverschlüssen gemacht wurden verwendet, um Bewegung des Kopfes zu begrenzen. Multiple-Maus in vivo Bildgebung des Gehirns vor: <ol><li> Alle Maus-Forschung erfordert lokale ACC (Animal Care Committee), IACUC (Institutional Animal Care und Verwenden Committee) oder eine gleichwertige Genehmigung für Maus Handhabung. </li><li> Alle Verfahren wie Identifikation und Wiegen der Tiere sollten unter einer biologischen Sicherheitswerkbank (BSC) und in der MRT-Gerät durchgeführt werden. Die Tiere werden in einem autoklavierbaren Kunststoff überführt und in die MRI Induktion Kammer. </li><li> Mäuse sind in eine vorgewärmte Induktion Kammer mit 4% Isofluran und 4 L / min Sauerstoff anästhesiert. Die Tiere sind völlig betäubt, wenn sie zu paw Prise ansprechen. Fur aus der Brust entfernt mit einem Epiliergerät (Nair) gegebenenfalls einen besseren Kontakt mit EKG-und Temperaturüberwachung Geräte, die in eine eigene Schlitten gebaut wurden sind. Eve Salbe (Tears Naturale PM) ist für die Augen, um zu verhindern Trocknung aufgetragen und ca. 0,3 ml Kochsalzlösung wird subkutan verabreicht Hydratation beizubehalten. </li><li> Gd-DTPA-BMA (Omniscan) könnenverwendet werden, wenn Kontrastverstärkung gewünscht wird. Wenn Gd-DTPA verwendet werden soll, wird es in Kochsalzlösung (Endvolumen 300uL) verdünnt werden, verabreicht in einer Dosis von 1 mmol / kg vor der MR-Sitzung via IP. </li><li> Mäuse werden dann in einzelne Schlitten geladen, immobilisiert mit Kopfbänder und schieben in unbefristete 50ml konische Röhre (Abbildung 3). Bis zu 7 lebende Mäuse auf einmal gescannt werden. Nachdem alle Tiere mit physiologischen Überwachung verbunden geladen, stellen Sie die Isofluran-Ebene in der Magnet Bohrung bis 2% und der Sauerstoffgehalt zu 8 L / min. </li><li> Die konische Rohre werden in eine Docking-System (Abbildung 1) entwickelt, um Position Mäusen gleichmäßig in jedem HF-Spule in der Mitte des Magneten positioniert Bohrung montiert. Einmal geladen, kann Isofluran reduziert, um 0,9-2% liegen. EKG und Temperatur werden über jedes Tier im Laufe des Scans überwacht. Die Tiere sind warm gehalten im Laufe des Scans mit erwärmter Luft. </li><li> Die Dauer der einzelnen dreidimensionalen Scan ist ca. 3 Stunden. Die Details lauten wie folgt: schnelle Spin-Echo mit TR von 2300 ms und einer TEeff von 36 ms. Echo Zuglänge von 8 mit 1 Durchschnitt. Resultierende Bild-Auflösung beträgt 125 um (Abbildung 4). </li><li> Wenn der Scan abgeschlossen ist, werden die Tiere von dem Magneten entfernt und entladen in einem warmen Induktion Kammer mit 100% Sauerstoff gefüllt. Die Tiere werden in einem Kunststoff versiegelten Behältern übertragen und transportiert unter einer BSC. Sie sind an einem warmen zugfreien Käfig gestellt und darf von der Narkose erholen. </li></ol> 2. Multiple-Maus ex vivo Brain Imaging: Unabhängig von Bewegungsartefakten erreicht feste MR-Bildgebung eine höhere Auflösung als Live-Bildgebung. Hochauflösende, bieten dreidimensionalen Datensätzen maximale Flexibilität bei der Gewinnung quantitativer Informationen und ermöglichen eine automatisierte Bildanalyse. Eine benutzerdefinierte HF-Spule Array wurde für die parallele Erfassung von 16 hochauflösenden MR-Datensätzen von in-Schädel Mäusehirnen in Nacht Scan-Sitzungen fest entwickelt. Der 16-Coil ex vivo Brain Imaging Array: Ein custom-built 16-Weichenan Array wurde Bild 16 Proben gleichzeitig erstellt. Dieses Design verbessert die auf einem früheren Prototyp zur Abbildung drei Proben gleichzeitig in einem 60mm einfügen Gradienten eingestellt. Die 8-Gang-Magnetspulen werden über Wunde an den Enden, um eine einheitliche Empfindlichkeit liefern innerhalb von 10% über eine Länge von 26mm und sind individuell im modularen Fächern (Idziak und Haeberlen, 1982) abgeschirmt. Die 16-Spule Fächer sind an einem Rahmen (Abbildung 5), welche die Spulen innerhalb des Gradienten und klemmt es Positionen in Ort mit einem pneumatischen Blase um die Bewegung zu minimieren montiert. Multiple-Maus ex vivo Bildgebung des Gehirns vor: <ol><li> Öffnen Sie Brustkorb und legen Nadel (oder Sicherheit Winged Infusionsset 25G X 4.3) in den linken Ventrikel des Herzens von einer narkotisierten Maus (durch intraperitoneale Injektion von Ketamin (150 mg / kg) und Xylazin (10 mg / kg) . Schneiden Sie den rechten Vorhof. </li><li> Transcardiac Perfusion bündig mit 30 mL Raumtemp 1 X PBS + 1 ul / mL Heparin (1000 USP Einheiten / ml) + 2 mM ProHance bei einer Flussrate von ca. 100 ml / Std. </li><li> Fixation Pass mit 30 mL 4% PFA (Raumtemperatur) + 2 mM ProHance bei 100 ml / Std. </li><li> Enthaupten und Haut entfernen, Unterkiefer, Ohren, knorpeligen Nasenspitze. </li><li> Legen restlichen Schädel-Struktur in 4% PFA + 2 mM ProHance Nacht bei 4 ° C. </li><li> Transfer zum 1X PBS + 0,02% Natriumazid + 2 mM ProHance. </li><li> Hochauflösende dreidimensionale MRT bei 7 Tesla tritt zwischen 4 Tage und nicht länger als 2,5 Monate nach der Perfusion. Brains sind in einem 16-Kanal-Magnetspule array (Abbildung 5) platziert. </li><li> Imaging-Parameter lauten wie folgt: schnelle Spin-Echo mit TR 325 ms und einer TEeff von 30 ms, Echo-Zug Länge von 6 mit 4-Durchschnitt. Die endgültigen Bilder haben eine isotrope Auflösung von 32 um (Abbildung 6) und die Scan-Dauer beträgt ca. 12 Stunden. </li><li> Nach dem Scannen statt des Schädels in 10% Formalin + 2 mM ProHance für die Konservierung. </li></ol> 3. Repräsentative Ergebnisse: <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig1.jpg" alt="Abbildung 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 1"> Abbildung 1. Die Maus Ladesystem. Die "Be-Array" und "Maus hive" mit einem gemeinsamen Glasfaser Eisenbahnnetz angeschlossen. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig2.jpg" alt="Abbildung 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 2"> Abbildung 2. Die Induktion Kammer. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig3.jpg" alt="Abbildung 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 3"> Abbildung 3. A) Der Schlitten, zeigt eingebettete Sensoren zur Überwachung und Kopfstütze. b) einer narkotisierten Maus auf einem Schlitten mit der Kopfstütze befestigt. Der Schlitten Montage leicht gleitet in die Zentrifugenröhrchen. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig4.jpg" alt="Abbildung 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 4"> Abbildung 4. in vivo multiple Hirn-Bilder von einem 3 Stunden dreidimensionalen Scan. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig5.jpg" alt="Abbildung 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 5"> Abbildung 5. 16-Kanal-Magnetspule Array für das Scannen von 16 festen Gehirn Proben. <img src="/files/ftp_upload/2497/2497fig6.jpg" alt="Abbildung 6" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Abbildung 6"> Abbildung 6. Representative ex-vivo Gehirn Bild.

<ol><li>Bock, N. A., Konyer, N. B., Henkelman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple-mouse+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">Multiple-mouse MRI.</a> Magn. Reson. Med. 49, 158-167 (2003).</li>
<li>Dazai, J., Bock, N. A., Nieman, B. J., Davidson, L. M., Henkelman, R. M., Chen, X. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+mouse+biological+loading+and+monitoring+system+for+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">Multiple mouse biological loading and monitoring system for MRI.</a> Magn. Reson. Med. 52, 709-715 (2004).</li>
<li>Spring, S., Lerch, J. P., Henkelman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sexual+dimorphism+revealed+in+the+structure+of+the+mouse+brain+using+three-dimensional+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">Sexual dimorphism revealed in the structure of the mouse brain using three-dimensional magnetic resonance imaging.</a> NeuroImage. 35, 1424-1433 (2007).</li>
<li>Idziak, S., Haeberlen, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+construction+of+a+high+homogeneity+rf+coil+for+solid-state+multiple-pulse+NMR%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">Design and construction of a high homogeneity rf coil for solid-state multiple-pulse NMR.</a> J. Magn. Reson. 50, 281-288 (1982).</li>
</ol>

Sowohl die in vivo und ex vivo-Maus-Imaging-Systeme Bild mehrere Themen auf einmal, um den Durchsatz von bildgebenden Studien deutlich zu erhöhen, ohne eine Erhöhung der Belichtungszeit. Das Gehirn Bilder sowohl aus dem In-vivo-und ex vivo multiple-Maus bildgebenden Verfahren sind von hoher Qualität und eignen sich für Phänotypisierung Dur-und Moll-Strukturen im Gehirn der Maus bzw.. Zur Minimierung Tier Vorbereitungszeit von mehreren Exemplaren, ist die Parallelisierung von Prozessen von entscheidender Bedeutung. Zum Beispiel die Entwicklung der Induktion Kammer für die Induktion von mehreren Proben gleichzeitig erlaubt, und der Schlitten ist die Anwendung der EKG-und Temperaturfühler synchronisiert, während Normungsgremium Positionierung. Darüber hinaus ermöglicht unsere ex vivo Imaging System uns die hohe Auflösung dreidimensionale Bilder von 16 festen ganze Gehirn gleichzeitig die ideal für High-Throughput-Phänotypisierung Studien zu erwerben. Mögliche Einschränkungen der in-vivo-Imaging-System gehören die Unfähigkeit, individuell steuern Anästhesie und Temperatur für jede Maus. Bei Bedarf individuelle Narkose Steuerung kann mit der Zugabe von exklusiven Anästhesiemittelverdampfer für jede Maus durchgeführt werden. Eine weitere Einschränkung der in-vivo-Bildgebung ist, dass das Scannen an Mäusen, die weniger als etwa 32 Gramm sind beschränkt ist. Allerdings gibt es einen Plan derzeit an der Spule zu vergrößern, um größere Tiere unterzubringen.

<table><tbody><tr><td>Isofluran, USP (AErrane)</td><td>Baxter Internationl Inc.</td><td>CA2L9108</td><td></td></tr><tr><td>NAIR</td><td>Church &amp;amp; Dwight Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tränen-Naturale P.M.</td><td>Alcon</td><td>DIN 02082519</td><td></td></tr><tr><td>Omniscan (Gadodiamid-Injektion USP)</td><td>GE Healthcare</td><td>J-110A</td><td></td></tr><tr><td>Spezielle Schlitten</td><td>Dazai Research Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS ohne Ca und Mg</td><td>Wisent Inc.</td><td>311-010-CL</td><td></td></tr><tr><td>Heparin 10000 USP/10 ml</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada</td><td>DIN 02264315</td><td></td></tr><tr><td>ProHance (Gadoteridol-Injektion USP)</td><td>Bracco Diagnostics</td><td>11181</td><td></td></tr><tr><td>Parafolmaldehyd (Pulver)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-6148-500g</td><td></td></tr><tr><td>Natriumazid</td><td>Fisher Scientific</td><td>S227-100</td><td></td></tr><tr><td>Formalin 10 %</td><td>Fisher Scientific</td><td>SF100-4</td><td></td></tr></tbody></table>

multiple-maus neuroanatomische magnetic resonance imaging

Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

Das Feld der Maus Phänotypisierung mit Magnet-Resonanz-Tomographie (MRT) wächst schnell, motiviert durch die Notwendigkeit einer verbesserten Werkzeuge für die Charakterisierung und Bewertung von Mausmodellen menschlicher Erkrankungen. Die MRT ist eine ausgezeichnete Modalität für die Untersuchung von gentechnisch veränderten Tieren. Es ist in der Lage ganze Gehirn Abdeckung kann in vivo verwendet werden, und bietet mehrere Gegensatz Mechanismen zur Untersuchung verschiedener Aspekte der neuranatomy und Physiologie. Das Aufkommen der Hochfeld-Scannern zusammen mit der Fähigkeit, mehrere Mäuse gleichzeitig scannen ermöglicht eine schnelle Phänotypisierung von neuen Mutationen. Effektive Maus MRT-Studien erfordern die Aufmerksamkeit auf viele Aspekte der Versuchsplanung. In diesem Artikel werden wir beschreiben, allgemeine Methoden, um qualitativ hochwertige Bilder für Maus Phänotypisierung unter Verwendung eines Systems zu erwerben, die Bilder Mäuse gleichzeitig in abgeschirmten Senden / Empfangen Hochfrequenz-(HF)-Spulen in einem gemeinsamen Magneten (Bock et al., 2003). Wir konzentrieren uns vor allem auf anatomische Phänotypisierung, eine wichtige und leicht zugängliche Anwendung, die ein hohes Potential für Auswirkungen in vielen Mausmodellen auf unsere Imaging-Center gezeigt hat. Bevor wir die einzelnen Schritte, um solche Bilder zu erwerben bieten kann, gibt es wichtige praktische Überlegungen für beide in vivo Bildgebung des Gehirns (Dazai et al., 2004) und Ex-vivo-Bildgebung des Gehirns (Spring et al., 2007), die beachtet werden sollten. Diese werden im Folgenden diskutiert.

Magnetic Resonance Imaging (MRI) ist ein zunehmend beliebtes Werkzeug für die Prüfung der Phänotyp genetisch veränderten Mäusen. Dieser Artikel beschreibt die Methoden notwendig, um High-Throughput-Phänotypisierung von genetisch veränderten Mäusen mit Multiple-Maus MRT zu erreichen.

Multiple-Maus Neuroanatomische Magnetic Resonance Imaging

Das Feld der Maus-Phänotypisierung mittels Magnetresonanztomographie (MRT) wächst schnell, angetrieben durch den Bedarf an verbesserten Werkzeugen zur Charakterisierung und ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, mittels Mehrfach-MRT des Maushirns eine Hochdurchsatz-Phänotypisierung mit lebenden oder fixierten Mäusen durchzuführen. Dazu wird zunächst jede Maus anästhesiert. Danach wird für die in-vivo-Bildgebung jede Maus auf einen passenden Schlitten gelegt, bevor sie in ein Ladearray eingesetzt und in der Bohrung des Magneten positioniert wird.Oder für die Ex-vivo-Bildgebung eine transkardiale Perfusion durchführen, die Schädelstruktur isolieren und diese in Bildgebungsrohre geben, die anschließend in einem 16-Kanal-Solenoid-Spulenarray positioniert werden, das sich in der Magnetbohrung befindet. Letztendlich können dreidimensionale Magnetresonanztomographie-Volumina erhalten werden, die hochwertige Aufnahmen des Gehirns liefern, die für die Phänotypisierung sowie für große und kleine Strukturen im Mausgehirn geeignet sind. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie der Histologie besteht darin, dass die grobe Anatomie der Proben erhalten bleibt, solange sie noch im Schädel sind, und dass eine vollständige Abdeckung des Gehirns sowie eine dreidimensionale Analyse ermöglicht wird.Mithilfe dieser Methode lassen sich zentrale Fragen in den biomedizinischen Wissenschaften beantworten, beispielsweise der Zusammenhang zwischen Genen und anatomischen Unterschieden, die Phänotypen im Mausmodell einer Krankheit darstellen. Im Allgemeinen werden Personen, die neu in dieser Technik sind, die Entwicklung maßgeschneiderter Vorrichtungen zum Beladen von Mäusen und von Hochfrequenzspulenarrays, die für die hochdurchsatzfähige Bildgebung des Gehirns erforderlich sind, als anspruchsvoll empfinden. Bevor mit diesem Protokoll begonnen wird, müssen zunächst alle Genehmigungen für die Massetierhaltung von der zuständigen Tierversuchskommission Ihrer Institution, der lokalen Tierversuchskommission, dem Ausschuss für Tierversuche und Tierschutz oder einer entsprechenden Einrichtung eingeholt werden, sowie grundlegende Verfahren wie die Identifizierung und das Wiegen der Tiere durchgeführt werden.Die Aufnahmen der Tiere sollten unter einem生物安全柜durchgeführt werden. Danach transferieren Sie die Tiere in einen autoklavierbaren Kunststoffbehälter, um sie zur MRI-Induktionskammer zu transportieren. Betäuben Sie die zu scannenden Tiere in der vorgewärmten Induktionskammer mit 4 % ISO-Fluoran und vier Litern Sauerstoff pro Minute.Die Tiere sind vollständig anästhesiert, sobald sie nicht mehr auf einen Pfotenquetsch reagieren. Bei Bedarf kann das Fell von der Brust mit einem Enthaarungsmittel wie Nair entfernt werden, um einen besseren Kontakt mit den EKG- und Temperaturüberwachungsgeräten herzustellen, die in den speziell angefertigten Schlitten integriert sind. Außerdem sollten Augentropfen wie künstliche Tränenflüssigkeit auf die Augen aufgetragen werden, um Austrocknung zu verhindern, und etwa 0,3 Milliliter physiologische Kochsalzlösung subkutan injiziert werden.Um die Tiere zu hydratisieren. Platzieren Sie nun die Mäuse auf individuellen Schlitten mit integrierten EKG-Atmungs- und Temperatursonden. Achten Sie darauf, die vorderen und hinteren Gliedmaßen in die Vertiefungen auf den Schlitten einzusetzen.Wenn eine EKG-Überwachung erforderlich ist, stellen Sie sicher, dass die haarfreien Bereiche an der Bauchseite der Maus mit den EKG-Sonden ausgerichtet sind. Immobilisieren Sie jedes Tier mit einem Kopfgurt und einem Nasengurt und schieben Sie dann jeden Schlitten in ein offenes 50-Milliliter-Kegelrohr. Bis zu sieben lebende Mäuse können in einer einzigen Bildgebungssequenz für die Untersuchung vorbereitet werden. Bringen Sie anschließend die Kegelrohre auf dem Ladearray an.Stellen Sie sicher, dass alle physiologischen Überwachungsleitungen angeschlossen sind, sobald alle Tiere geladen sind. Stellen Sie die Isofluran-Konzentration in der Magnetbohrung auf 2 % und die Sauerstoffzufuhr auf acht Liter pro Minute ein. Bringen Sie nun das Lade-Array zum Magnet und positionieren Sie es auf dem Schienensystem.Verwenden Sie das Schienensystem, um die Ladeeinheit mit dem Mausenest zu koppeln, das dafür konzipiert ist, die Mäuse einheitlich in jede Hochfrequenzspule zu positionieren, die sich in der Mitte der Magnetbohrung befindet. Wenn die Einheit vollständig in den Magnet eingeführt ist, docken die Zentrifugenröhrchen an das Narkose-Zufuhrsystem innerhalb der HF-Spulen an. Wie hier zu sehen, wird ISOF-Fluor in Kombination mit Sauerstoff vom Mausenest über einen Schlauch entlang der Achse jeder einzelnen Spule zum Versuchsobjekt geleitet. Diese Narkosegas-Mischung strömt durch die Röhrchen an den Mäusen vorbei und wird von einer aktiven Absaugvorrichtung aufgefangen, die an der Rückseite der Ladeeinheit befestigt ist.Abhängig von den physiologischen Werten der Tiere, wie Atmung und Temperatur, sollten die Isofluran- und Fluor-Konzentrationen zwischen 0,9 und 2 % liegen. Führen Sie nun eine Aufnahme der Tiere mittels einer schnellen Bin-Echo-Sequenz durch. Die Dauer jedes dreidimensionalen Scans beträgt etwa drei Stunden bei einer resultierenden Bildauflösung von 125 Mikrometern. Achten Sie darauf, die EKG-Werte, die Atmung und die Temperatur jedes Tieres während des gesamten Scans zu überwachen.Die Tiere sollten während der Scan-Sitzung außerdem mit einem Strom warmer Luft warmgehalten werden. Sobald der Scan abgeschlossen ist, entfernen Sie das Beladungsarray vom Magnet und platzieren Sie es in eine warme Induktionskammer, die mit 100 % Sauerstoff gefüllt ist. Entladen Sie die Tiere aus den Röhren und überführen Sie sie in verschließbare Kunststoffbehälter, um sie anschließend in einen biologischen Sicherheitswerkbank zu transportieren.Stellen Sie die Tiere schließlich in einen warmen, zugfreien Käfig und lassen Sie sie sich von der Anästhesie zur ex vivo-Bildgebung am Tier erholen. Betäuben Sie die Tiere zunächst vollständig durch eine intraperitoneale Injektion einer Kombination aus Ketamin und Xylazin. Bevor Sie mit der Perfusion beginnen, überprüfen Sie die chirurgische Anästhesietiefe durch Zehen- oder Pfotenquetschung.Öffnen Sie die Brusthöhle und führen Sie eine Nadel oder einen Sicherheits-Infusionsset mit Flügel in den linken Ventrikel des Herzens ein. Schneiden Sie dann den rechten Vorhof auf, um die transkardiale Perfusion zu beginnen. Spülen Sie zunächst mit 30 Millilitern phosphatgepufferter Salzlösung (1 x PBS) bei Raumtemperatur, die mit einem Mikroliter Heparin pro Milliliter und zwei Millimolar Pro-Hands gemischt wurde, bei einer Flussrate von etwa 100 Millilitern pro Stunde.Dies sollte etwa 20 Minuten dauern. Als nächstes eine Fixierung mit 30 Milliliter Raumtemperatur-4%-Paraformaldehyd, gemischt mit zwei Millimolar Pro Händen, bei 100 Milliliter pro Stunde durchführen. Nun das Tier enthaupten und die Haut, den Unterkiefer, die Ohren sowie die knorpelige Nasenspitze entfernen.Anschließend wird die verbleibende Schädelstruktur in 4 % Paraformaldehyd, gemischt mit zwei Millimolar Pro-Hands, gegeben und über Nacht bei vier Grad Celsius belassen. Am nächsten Tag wird das Präparat in eine Lösung aus 1 x phosphatgepufferter Salzlösung, versetzt mit 0,02 % Natriumazid und zwei Millimolar Pro-Hands, zur Konservierung überführt. Die hochauflösende dreidimensionale MRT-Aufnahme bei sieben Tesla sollte mindestens vier Tage, jedoch nicht länger als zweieinhalb Monate erfolgen.Nach der Perfusion. Legen Sie die zu bildgebenden Gehirne in eine 16-Kanal-Solenoidspulen-Array-Anordnung und platzieren Sie diese in dem Scanner. Scannen Sie nun die Proben mit einer schnellen Spin-Echo-Sequenz.Diese Scan-Dauer beträgt ungefähr 12 Stunden, und die endgültigen Bilder weisen eine isotrope Auflösung von 32 Mikrometern auf. Nach Abschluss des Scans entfernen Sie die Proben aus der Bildgebungs-Spule und legen jeden Schädel zur Konservierung repräsentativ für den In-vivo-Zustand in eine 10 %ige Formalinlösung mit zwei Millimolar Pro-Hands. Mehrere Maus-Hirnbilder aus einem dreistündigen Scan sind hier dargestellt.Diese Abbildung zeigt drei Betrachtungsachsen für jedes der sieben durchgescannten Mäuse. Dargestellt ist hier ein repräsentatives ex vivo Gehirnbild mit 32 Mikrometer isotroper Auflösung. Und hier sehen wir eine 3D-Darstellung eines ex vivo Bildvolumens, sobald dies beherrscht ist.Diese In-vivo-Technik kann bei korrekter Durchführung innerhalb von drei bis vier Stunden durchgeführt werden. Forscher aus zahlreichen biomedizinischen Bereichen können diese Technik nutzen, um Krankheiten wie Lupus, die Huntington-Krankheit und Alzheimer-Krankheit im Mausmodell zu untersuchen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man lebende und fixierte Versuchstiere alike abbilden kann, um hochwertige Gehirnbilder mittels MRT zu erhalten.Vielen Dank fürs Zuschauen.

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