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Beginnen Sie mit einer Monoschicht aus Epithelzellen in einem geeigneten Kulturmedium. Diese Zellen exprimieren Integrine - membranübergreifende Oberflächenrezeptoren. Das Kulturmedium enthält epithelialzellsezerniertes Fibronektin - ein Glykoprotein.
Geben Sie eine Suspension von Staphylococcus aureus - einem grampositiven pathogenen Bakterium - in die Kulturplatte. Diese Bakterien enthalten Fibronektin-bindende Proteine (FnBPs), die in ihrer Zellwand verankert sind.
Inkubieren Sie die Platte, um eine bakterielle Infektion zu initiieren, wobei das Fibronektin an das FnBP der Bakterien und die Integrine auf den epithelialen Wirtszellen bindet. Diese dreigliedrige FnBP-Fibronektin-Integrin-Interaktion vermittelt die bakterielle Internalisierung im Wirt.
Behandeln Sie die Zellen mit Lysostaphin - einem Endopeptidase-Enzym - und inkubieren Sie. Lysostaphin dringt selektiv in die Zellwände extrazellulärer Bakterien ein. Es spaltet die Pentaglycinbrücken in den Peptidoglykanen und lysiert sie so, während die intrazellulären Bakterien vor Lysostathin geschützt bleiben.
Ergänzen Sie die Kultur mit einem proteolytischen Enzym, um das verbleibende Lysostathin zu deaktivieren und zu verhindern, dass es die intrazellulären Bakterien in den Schritten abtötet.
Geben Sie der Kultur einen Lysepuffer zu, der die Epithelzellen des Wirts aufreißt und intrazelluläre Bakterien im Zelllysat freisetzt. Anschließend wird das bakterienhaltige Zelllysat auf einer geeigneten Kulturplatte plattiert und inkubiert.
Die Bakterien wachsen und vermehren sich zu Bakterienkolonien, die analysiert werden können, um das Ausmaß der bakteriellen Internalisierung in den Wirtszellen abzuschätzen.
Beobachten Sie vor der Zellinokulation jede Vertiefung der 24-Well-Platte mit Mikroskopie mit geringer Vergrößerung, um sicherzustellen, dass die Zellen gesund sind und wie erwartet wachsen. Entfernen und entsorgen Sie dann das verbrauchte Zellkulturmedium von der 24-Well-Platte und geben Sie 500 Mikroliter der Bakteriensuspension in jede Vertiefung, die 100 % konfluente Zellen enthält. Inkubieren Sie die Zellen 2 Stunden lang bei 36 Grad Celsius und 5% Kohlendioxid.
Um die intrazellulären Bakterien mit dem verbesserten Enzymschutzassay zu quantifizieren, bereiten Sie 4X-Lysepuffer, 2% Triton X-100, Trypsin-EDTA und Lysostaphin-Stamm und Arbeitslösungen vor, wie im Textmanuskript erwähnt.
Als nächstes bereiten Sie 6,25 Milliliter vollständiges Infektionsmedium vor, das mit Lysostaphin ergänzt wird, indem Sie 6 Milliliter vollständiges Infektionsmedium zu 250 Mikrolitern der Lysostaphin-Arbeitslösung hinzufügen. Geben Sie dann 250 Mikroliter des vollständigen Infektionsmediums, das mit Lysostaphin versetzt ist, in jede Vertiefung und bewegen Sie die Platte vorsichtig, indem Sie die Platte von Hand schwenken.
Damit das Lysostaphin die extrazellulären Bakterien abtöten kann, inkubieren Sie die Zellen 1 Stunde lang bei 36 Grad Celsius und 5% Kohlendioxid. Dann inaktivieren Sie das Lysostaphin, indem Sie 10 Mikroliter Proteinase K mit 20 Mikrogramm pro Milliliter in jede Vertiefung geben und die Zellen 2 Minuten lang bei Raumtemperatur inkubieren.
Fügen Sie als nächstes 250 Mikroliter 4X-Lysepuffer hinzu, um die Zellen durch osmotischen Schock zu lysieren, und inkubieren Sie die Zellen 10 Minuten lang bei 36 Grad Celsius. Pipettieren Sie das Zelllysat nach der Inkubation mehrmals auf und ab, um sicherzustellen, dass die Zellen vollständig lysiert und homogenisiert sind.
Verwenden Sie dann einen automatischen Spiralplattenteller, um die Staphylococcus aureus-Belastung jeder Vertiefung zu bestimmen, und inkubieren Sie die Agarplatten 18 bis 24 Stunden lang bei 36 Grad Celsius. Zählen Sie am nächsten Tag die Anzahl der Kolonien mit einem Koloniezähler, um die intrazelluläre Staphylococcus aureus-Belastung jeder Vertiefung zu berechnen.