Substratoxidationsassay in kultivierten Zellen: Ein In-vitro-Assay zur Quantifizierung der Substratoxidation in Zellen durch Messung radioaktiver Signale von eingeschlossenem CO2

0 Ansichten4:25 Min. • July 8th, 2025

In stoffwechselaktiven Zellen werden kohlenstoffhaltige Substrate über eine Reihe von biochemischen Reaktionen oxidiert, um Energie zu erzeugen und Kohlendioxid als Nebenprodukt freizusetzen.

Um die Geschwindigkeit der Substratoxidation zu bestimmen, beginnen Sie mit einer adhärenten Kultur der gewünschten undifferenzierten Zellen. Die Zellen werden in einem Medium mit einem geeigneten Substrat ergänzt, das vierzehn radioaktiven Kohlenstoff im Rückgrat enthält, und inkubieren.

Die Zellen verbrauchen das Substrat und oxidieren es, um radioaktiv markiertes Kohlendioxid freizusetzen, das aus den Zellen in das umgebende Medium diffundiert.

Dieses Medium wird in eine Gasfanganordnung überführt, die Perchlorsäure enthält, um die Reaktion zu löschen. Dieses Rohr enthält ein mit Natriumhydroxid getränktes Filterpapier, das in die Röhrchenkappe eingepasst ist. Schließen Sie die Kappe und inkubieren Sie.

Während der Inkubation wird das Kohlendioxid in seiner gasförmigen Form im Inneren des Rohrs freigesetzt. Natriumhydroxid absorbiert das radioaktiv markierte Kohlendioxid und schließt es im Filterpapier ein. Füllen Sie dieses Filterpapier in ein Fläschchen mit einem Szintillationscocktail und positionieren Sie es in den Flüssigszintillationszähler.

Im Inneren des Zählers zerfällt radioaktiv markierter Kohlenstoff, wobei hochenergetische Beta-Teilchen freigesetzt werden. Diese Teilchen werden von den Bestandteilen des Szintillationscocktails absorbiert und senden Lichtimpulse aus, die vom Szintillationszähler berechnet werden.

Die Menge der nachgewiesenen Radioaktivität korreliert mit der Geschwindigkeit der Substratoxidation in den Zellen.

Waschen Sie die Zellen in den zusätzlichen Vertiefungen, zweimal mit DPBS. Dissoziieren Sie die Zellen mit 0,25% Trypsin-EDTA. Resuspendieren Sie 20 Mikroliter verdauter Zellen in DPBS mit 20 Mikrolitern Acridinorange und Propidiumiodid-Farbstofflösung. Bestimmen Sie die Anzahl der lebenden Zellen mit einem automatischen Zellzähler und notieren Sie die Anzahl.

Waschen Sie die Zellen in den Assay-Wells zweimal mit DPBS. Geben Sie 500 Mikroliter heißes Medium in jede Assay-Vertiefung in der RAM-spezifischen Gewebekulturhaube. Nachdem Sie die Platte mit Parafilm versiegelt haben, inkubieren Sie die Zellen in einem RAM-Inkubator bei 37 Grad Celsius für vier Stunden.

Schneiden Sie während der Inkubation das Filterpapier in kreisförmige Stücke, die etwas größer sind als die Fläche in der Kappe des 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchens, und führen Sie das Papier fest in die Kappe ein. Geben Sie 200 Mikroliter 1 molare Perchlorsäure in jedes Röhrchen und 20 Mikroliter Natriumhydroxid in das Filterpapier in der Kappe.

Übertragen Sie nach der Inkubation der Zellen 400 Mikroliter Kulturmedium aus jeder Vertiefung in die vorbereiteten Röhrchen und schließen Sie die Verschlüsse sofort. Lassen Sie die Röhrchen 1 Stunde lang bei Raumtemperatur in einem Röhrchengestell.

Parallel dazu stellen Sie während der Inkubation für jedes Röhrchen ein Szintillationsfläschchen auf und füllen Sie es mit 4 Millilitern Szintillationsflüssigkeit. Übertragen Sie jedes Stück Filterpapier in ein Szintillationsfläschchen und inkubieren Sie es 30 Minuten lang bei Raumtemperatur.

Führen Sie Wischtests an der Gewebekulturhaube, dem Wasserbad, dem Kühlschrank, dem Inkubator, der Spüle, dem Boden und allen anderen Arbeitsbereichen auf mögliche RAM-Kontamination durch. Legen Sie die Papiertücher in Szintillationsfläschchen mit Szintillationsflüssigkeit.

Messen Sie die Kohlenstoff-14-Radioaktivität in den Szintillationsfläschchen mit einem Szintillationszähler und notieren Sie die Messergebnisse. Dekontaminieren Sie die Arbeitsumgebung gegebenenfalls gemäß den Richtlinien des Strahlenschutzes.

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Zuletzt aktualisiert: 29 August 2026