Protein-Phasentrennungs-Assay: Eine optogenetische Methode zur Mutanten-RNA-bindenden Protein-Phasentrennung in spinalen Motoneuronen von Zebrafischlarven

0 Ansichten4:38 Min. • July 8th, 2025

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Nukleäre RNA-bindende Proteine, RBPs, sind multifunktionale Proteine, die aus geordneten Regionen mit gut definierter, dreidimensionaler Struktur und weniger stabilen, intrinsisch ungeordneten Regionen, IDRs, bestehen.

Bei mehreren neurodegenerativen Erkrankungen führen IDR-spezifische Mutationen dazu, dass sich RBPs im Zytoplasma fehllokalisieren und aberrant schwache Wechselwirkungen eingehen, wodurch dynamische, membranlose Einschlüsse gebildet werden - ein Phänomen, das als Phasentrennung bezeichnet wird. Schließlich reifen diese Einschlüsse zu toxischen, unlöslichen Aggregaten heran, was zu neuronaler Dysfunktion und Degeneration führt.

Um die RBP-Phasentrennung in vivo mit Hilfe der Optogenetik zu untersuchen, beginnen wir mit einer anästhesierten, dechorionierten transgenen Zebrafischlarve, die ein IDR-mutiertes RBP exprimiert, das mit einem fluoreszierenden Reporter und einer blaulichtempfindlichen Photorezeptordomäne in geeignetem Puffer fusioniert ist.

Montieren Sie als Nächstes die Larve seitlich auf einen geschmolzenen Agarosetropfen für die Bildgebung des Rückenmarks. Lassen Sie die Agarose sich verfestigen und die Larve immobilisieren. Nehmen Sie mit einem konfokalen Mikroskop Bilder des Rückenmarks auf, um die fluoreszierenden RBPs zu visualisieren, die in den neuronalen Kernen lokalisiert sind.

Entfernen Sie nun die Larve aus der Agarose und geben Sie sie in eine pufferhaltige Multi-Well-Platte. Positionieren Sie die Platte auf einer optimierten blauen Leuchtdiodenplatte und beleuchten Sie die Larve.

Bei Exposition gegenüber blauem Licht delokalisieren sich die mutierten RBPs im Zytoplasma, wo die Photorezeptordomänen oligomerisieren und Cluster bilden, wodurch die IDRs der RBPs in unmittelbare Nähe gebracht und ihre Selbstassoziation in membranlose Einschlüsse erleichtert wird.

Betten Sie die Larve nach der Beleuchtung in Agarose ein und bilden Sie ihr Rückenmark ab. Fluoreszierende RBPs erscheinen als diskrete Kompartimente, die im neuronalen Zytoplasma verteilt sind.

Für die Bildgebung der Zebrafischlarven, die optogenetisches TDP-43 exprimieren, dechorionieren Sie die doppeltransgenen Fische und betäuben Sie sie in E3-Puffer, der 250 Mikrogramm pro Mikroliter Tricane enthält.

Als nächstes erhitzen Sie 1 % Agarose mit niedriger Schmelztemperatur mit 250 Mikrogramm pro Mikroliter Ethyl-3-aminobenzoat-Methansulfonat auf 42 Grad Celsius und geben Sie dann einen Tropfen der Agarose auf die Glasbodenschale. Der Durchmesser des kuppelförmigen Agarosetropfens auf der Glasschale sollte 8 bis 10 Millimeter betragen.

Anschließend den betäubten Fisch mit einer Pasteur-Pipette zur Agarose auf der Glasbodenschale geben. Minimieren Sie die Menge an E3-Puffer, die der Agarose zusammen mit dem Fisch zugesetzt wird. Mischen Sie dann, indem Sie ein paar Mal pipettieren.

Während der Verfestigung der Agarose den Fisch mit einer Spritzennadel auf der Seite halten, so dass sich das Rückenmark in einer geeigneten horizontalen Position befindet. Nachdem die Agarose fest geworden ist, geben Sie ein paar Tropfen E3-Puffer auf den kuppelförmigen Agarose-Fisch

.

Nehmen Sie mit einem konfokalen Mikroskop, das mit einer 20-fachen Wasserimmersionsobjektive ausgestattet ist, serielle konfokale Z-Schnitte des Rückenmarks auf. Nehmen Sie die Kloake auf der ventralen Seite des Fisches in die interessierenden Regionen als Referenz auf, um die Wirbelsäulensegmente über die Zeitpunkte hinweg zu identifizieren und zu vergleichen.

Sobald die Bildgebung abgeschlossen ist, verwenden Sie eine Spritzennadel, um die Agarose vorsichtig zu knacken und den Fisch aus der Agarose zu entfernen. Halten Sie die Zeit, in der der Fisch in der Agarose eingebettet ist, so kurz wie möglich, obwohl die Einbettung der Agarose für weniger als 30 Minuten die Lebensfähigkeit des Fisches nicht beeinträchtigt.

Geben Sie 7,5 Milliliter E3-Puffer in eine Vertiefung einer 6-Well-Schale und legen Sie den abgebildeten doppeltransgenen Fisch in diese Vertiefung. Stellen Sie dann die Schale auf das LED-Panel, halten Sie die Schale und das LED-Panel mit einem Abstandshalter 5 Millimeter voneinander entfernt und schalten Sie das blaue LED-Licht ein.

Bewahren Sie einige doppelt transgene Fische in einer separaten, mit Aluminiumfolie abgedeckten 6-Well-Schale für unbeleuchtete Kontrollfische auf. Nach der gewünschten Beleuchtungszeit wird das Rückenmark des beleuchteten Fisches wie zuvor gezeigt abgebildet.

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Zuletzt aktualisiert: 15 August 2026