Durchflusszytometrischer Assay zur Quantifizierung von oxidativem Stress: Ein Assay zur Quantifizierung reaktiver Sauerstoffspezies in Darmorganoiden mit fluorogenen Sonden

0 Ansichten3:29 Min. • July 8th, 2025

Darmzellen produzieren reaktive Sauerstoffspezies - ROS. Moderate ROS-Spiegel halten die zelluläre Homöostase aufrecht, während hohe ROS-Spiegel zum Zelltod führen können.

Um die ROS-Spiegel in vitro zu quantifizieren, beginnen Sie mit einer Kultur von 3D-Organoiden aus dem Darm der Maus. Diese Organoide weisen eine Darm-Epithel-Architektur auf, die kryptenartige Ausstülpungen aufweist, in denen grüne Fluoreszenz-exprimierende Stammzellen untergebracht sind. Sie enthalten auch zottenartige differenzierte Zellen an der Peripherie, die das zentrale Lumen umgeben, das aus abgestorbenen Zellen und Trümmern besteht. Alle diese Zellen produzieren unterschiedliche Mengen an ROS.

Behandeln Sie nun die Organoide in den dafür vorgesehenen Vertiefungen mit ROS-Modulatoren. Aufgrund ihrer Beschaffenheit können Modulatoren als ROS-Induktoren oder -Inhibitoren wirken. Entfernen Sie nach der Inkubation für die erforderliche Dauer das verbrauchte Medium.

Fügen Sie der Kultur ein proteolytisches Enzym hinzu, das die 3D-Architektur der Organoide stört und verschiedene Zellen in Suspension freisetzt. Als nächstes fügen Sie eine ROS-empfindliche fluorogene Sonde hinzu und inkubieren.

Beim Eintritt in die Zellen reagieren die Sonden mit ROS und werden oxidiert, um rote Fluoreszenz zu erzeugen. Behandeln Sie die Zellen mit DAPI - einem DNA-bindenden Fluoreszenzfarbstoff - der die Zellkerne toter Zellen selektiv färbt und so einen Kontrast zu den lebenden Zellen bildet.

Analysieren Sie mit einem Durchflusszytometer die DAPI-negativen lebenden Zellen, um ein rotes Fluoreszenzsignal zu erhalten, das ihrem ROS-Spiegel entspricht. Abhängig von der Art der Modulatoren erhöhen Induktoren die ROS-Spiegel, während die Inhibitoren sie senken.

1 Mikroliter der N-Acetylcystein-Stammlösung werden in die Negativkontrollvertiefungen der 96-Well-Platte mit rundem Boden gegeben, die die Organoide enthält.

Nach einer 1-stündigen Inkubation 1 Mikroliter Tert-Butylhydroperoxid-Stammlösung in die entsprechenden Vertiefungen geben und 30 Minuten lang inkubieren. Entfernen Sie dann mit einer Mehrkanalpipette das Medium, ohne das angeschlossene BMM zu stören, und übertragen Sie es auf eine andere 96-Well-Platte mit rundem Boden. Bewahren Sie diese Platte beiseite auf.

Fügen Sie als Nächstes 100 Mikroliter Trypsin hinzu und pipettieren Sie mit einer Mehrkanalpipette fünfmal auf und ab, um das BMM zu zerstören. Nach einer kurzen 5-minütigen Inkubation dissoziieren Sie die Organoide, indem Sie ein zweites Mal auf und ab pipettieren.

Drehe die Platte und entferne den Überstand, indem du die Platte umdrehst. Geben Sie das Medium, das Sie zuvor in einer weiteren 96-Well-Platte gesammelt haben, zurück in die entsprechenden Wells und suspendieren Sie die Zellen wieder, indem Sie fünfmal auf und ab pipettieren.

Fügen Sie anschließend 1 Mikroliter der fluorogenen Sonde hinzu und inkubieren Sie sie 30 Minuten lang. Drehen Sie dann die Platte erneut und suspendieren Sie die Zellen erneut mit 250 Mikrolitern DAPI-Lösung. Füllen Sie die Proben in Durchflusszytometrie-Röhrchen und bewahren Sie die Röhrchen auf Eis auf.

Optimieren Sie die Einstellungen für die Vorwärts- und Seitenstreuspannung für ungefärbte Steuer- und Laserspannungen für jedes Fluorophor unter Verwendung von monogefärbten Proben. Erfassen Sie dann mit einer geeigneten Gating-Strategie mindestens 20.000 Ereignisse.

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Zuletzt aktualisiert: 29 August 2026