Fixierter Zell-Efferozytose-Assay: Eine Methode zur Untersuchung der efferozytären Aufnahme apoptotischer Zellen durch Makrophagen mittels Fluoreszenzmikroskopie

0 Ansichten4:57 Min. • July 8th, 2025

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Zellen, die sich in der Apoptose - dem programmierten Zelltod - befinden, zeigen Eat-Me-Signale auf ihrer Zelloberfläche, die den Abbau durch Fresszellen - spezialisierte Immunzellen - erleichtern. Dieser Prozess der Beseitigung apoptotischer Zellen wird als Efferozytose bezeichnet.

Um den Efferozytose-Assay durchzuführen, nehmen Sie zunächst eine Suspension von doppelt gefärbten apoptotischen Zellen. Die Oberflächen dieser Zellen werden mit Biotin markiert, und das Zytoplasma wird mit einem Zellverfolgungsfarbstoff markiert, der apoptotische zellabgeleitete Materialien markiert

.

Geben Sie die Zellsuspension in eine Kultur aus anhaftenden Makrophagenzellen, die als Efferozyten fungieren. Zentrifuge, wodurch der Kontakt zwischen Makrophagen und apoptotischen Zellen erzwungen wird, und inkubieren.

Efferozytäre Rezeptoren auf Makrophagen binden an Phosphatidylserin - ein Eat-Me-Signal - auf der apoptotischen Zellmembran und erleichtern deren Verschlingung. Kleine Fragmente der apoptotischen Zelle werden in einem membrangebundenen Vesikel, dem sogenannten Efferosom, aufgenommen.

Daraus ergibt sich eine efferozytierte Fraktion - ein Teil der apoptotischen Zelle innerhalb des Makrophagen - und eine nicht-efferozytierte Fraktion - der nicht internalisierte Teil der apoptotischen Zelle.

Fügen Sie fluoreszenzmarkiertes Streptavidin hinzu, das an die exponierten Biotinmoleküle auf der Oberfläche der nicht efferozytierten Fraktion bindet und die nicht-internalisierten und internalisierten Teile der apoptotischen Zelle unterscheidet.

Unter dem Fluoreszenzmikroskop zeigt die nicht-internalisierte apoptotische Zellfraktion eine Streptavidin-Markierung, während Efferosomen als diskrete Punkte frei von Streptavidin erscheinen.

Um die Efferozytose zu quantifizieren, bestimmen Sie die Anzahl der diskreten Efferosomen und messen Sie die Intensität der efferozytierten und nicht efferozytierten apoptotischen Zellfraktionen.

Nach der Präparation von menschlichen Makrophagen und apoptotischen Jurkat-Zellen wird ein Hämozytometer verwendet, um die apoptotischen Zellen zu zählen. Übertragen Sie dann eine ausreichende Menge apoptotischer Zellen in ein 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen.

Pelletieren Sie die Jurkat-Zellen durch Zentrifugation bei 500-fachen g für 5 Minuten. Dann resuspendieren Sie die Zellen in 500 Mikrolitern PBS. Während sich die Jurkat-Zellen in der Zentrifuge befinden, aliquotieren Sie 10 Mikroliter DMSO in ein neues Mikrozentrifugenröhrchen.

Als nächstes lösen Sie eine minimale Menge NHS-Biotin im DMSO auf. Danach werden 500 Mikroliter der apoptotischen Zelle und der PBS-Suspension in das Röhrchen mit DMSO und NHS-Biotin überführt. Verdünnen Sie dann einen geeigneten Zellverfolgungsfarbstoff gemäß den Anweisungen des Herstellers.

Inkubieren Sie die Zellsuspension bei Raumtemperatur für 20 Minuten im Dunkeln. Fügen Sie dann ein gleiches Volumen RPMI 1640 mit 10 % FBS hinzu und inkubieren Sie die Suspension bei Raumtemperatur im Dunkeln für weitere 5 Minuten.

Danach werden die Zellen durch Zentrifugation bei 500 mal g für 5 Minuten pelletiert. Verwerfen Sie dann den Überstand und resuspendieren Sie die gefärbten Zellen in 100 Mikrolitern RPMI 1640 mit 10 % FBS. Geben Sie 100 Mikroliter gefärbte Zellsuspension tropfenweise in jede Vertiefung der Makrophagen. Dann zentrifugieren Sie die Platte 1 Minute lang bei 200 mal g. Inkubieren Sie die Platte bei 37 Grad Celsius mit 5 % CO2 in einem Gewebekultur-Inkubator.

Nehmen Sie nach der entsprechenden Inkubationszeit die Zellen aus dem Inkubator. Waschen Sie dann die Zellen zweimal mit 1 Milliliter PBS. Danach verdünntes FITC-konjugiertes Streptavidin in jede Vertiefung geben und die Platte 20 Minuten lang im Dunkeln inkubieren.

Waschen Sie die Zellen dreimal mit 1 Milliliter PBS und schütteln Sie die Proben nach jedem Spülen vorsichtig 5 Minuten lang. Fixieren Sie dann die Zellen 20 Minuten lang bei Raumtemperatur mit 4% Paraformaldehyd in PBS. Spülen Sie die Zellen einmal mit PBS, um überschüssiges PFA zu entfernen.

Montieren Sie Deckgläser auf einem Objektträger und übertragen Sie den Objektträger in ein Fluoreszenzmikroskop. Erfassen Sie Z-Stacks einer ausreichenden Anzahl von Zellen für die Quantifizierung.

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Zuletzt aktualisiert: 15 August 2026