$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Die hochauflösende Schmelzpolymerase-Kettenreaktion, HRM-PCR, detektiert doppelsträngige DNA- und dsDNA-Sequenzvariationen mit hoher Präzision.
Beginnen Sie mit einem Mastermix, der inaktive Taq-Polymerase, Desoxyribonukleotidtriphosphate (dNTPs) und den fluoreszierenden Reporterfarbstoff enthält. Fügen Sie die Vorwärts- und Rückwärtsprimer hinzu. Pipettieren Sie die Mischung in die Vertiefungen einer PCR-Platte.
Fügen Sie die dsDNA-Vorlage hinzu. Versiegeln Sie die Platte, um die Verdunstung der Mischung zu verhindern. Beginnen Sie mit der PCR.
Die hohe Denaturierungstemperatur denaturiert dsDNA zu einzelsträngiger DNA, ssDNA, und aktiviert die Polymerase. Die Reaktion wird dann auf die Annealing-Temperatur abgekühlt, was die Vorwärts- und Rückwärtsbindung des Primers an ssDNAs durch ortsspezifische komplementäre Basenpaarung erleichtert.
Die aktivierte Polymerase wird rekrutiert, wobei der DNA-Primer-Duplex durch dNTP-Zugabe erweitert wird.
Der fluoreszierende Reporterfarbstoff – ein dsDNA-spezifischer Farbstoff, der in sättigenden Konzentrationen vorliegt – interkaliert innerhalb des gesamten Duplex und fluoresziert hell. Der Duplex durchläuft mehrere PCR-Zyklen, wobei mehrere variantenhaltige Fragmente entstehen.
Führen Sie nach der PCR eine Schmelzkurvenanalyse durch, indem Sie die Reaktionstemperatur im Laufe der Zeit stetig erhöhen.
Abhängig von der Nukleotidsequenz kann die variantenhaltige Stelle zuerst denaturieren und den Farbstoff freisetzen. Wenn die verbleibenden Farbstoffbindungsstellen gesättigt sind, kann der Farbstoff nicht wieder interkalieren, wodurch die Fluoreszenzintensität verringert wird. Darüber hinaus dissoziiert dsDNA bei inkrementeller Erhitzung in ssDNA.
Identifizieren Sie die Schmelztemperatur, bei der die Hälfte der dsDNA mit einem starken Fluoreszenzabfall zu ssDNA denaturiert. Eine Verschiebung in der Schmelzkurve der amplifizierten DNA-Fragmente identifiziert die Variationen der Nukleotidsequenz der Probe.
Um das HRM-PCR-Protokoll durchzuführen, verdünnen Sie zunächst die DNA-Proben in 1,5-Milliliter-Röhrchen mit Wasser auf eine Konzentration von 10 Nanogramm pro Mikroliter. Als nächstes verdünnen Sie die aufgetauten Primerlösungen in 1,5-Milliliter-Röhrchen mit Wasser auf die gleiche Konzentration von 6 Mikromolaren. Tauen Sie die HRM-PCR-Kit-Lösungen auf und mischen Sie sie vorsichtig durch Vortexen, um die Rückgewinnung des gesamten Inhalts zu gewährleisten.
Drehen Sie die drei Fläschchen mit der enzymatischen Mischung mit DNA-bindendem Farbstoff, Magnesiumchlorid und Wasser kurz in einer Mikrozentrifuge, bevor Sie sie öffnen. Verwenden Sie die Komponenten in einem 1,5-Milliliter-Röhrchen bei Raumtemperatur, um den PCR-Mix für die 120-Mikroliter-Reaktion vorzubereiten, wie im Textprotokoll beschrieben. Vorsichtig durch Vortexen mischen.
Es ist wichtig, dass Sie mit Aufmerksamkeit und Navigation gemäß den guten Praktiken in der Molekularbiologie arbeiten.
Pipettieren Sie 19 Mikroliter der PCR-Mischung in jede Vertiefung einer weißen Multiwell-Platte. Fügen Sie 1 Mikroliter des konzentrationsangepassten DNA-Templates hinzu und verschließen Sie dann die weiße Multiwell-Platte mit Siegelfolie. Die weiße Multiwell-Platte wird 1 Minute lang bei 1500 g in einer Standard-Ausschwingzentrifuge zentrifugiert, die einen Rotor für Multiwell-Platten mit geeigneten Adaptern enthält. Legen Sie die weiße Multiwell-Platte in das HRM-PCR-Gerät ein. Starten Sie das HRM-PCR-Programm mit den PCR-Bedingungen, die im Textprotokoll zu finden sind.
Im Anschluss an die HRM-PCR-Reaktion ist eine HRM-Analyse durchzuführen, um den CR1-Längenpolymorphismus zu bestimmen, wie im Textprotokoll beschrieben.