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Zell-Zell-Wechselwirkungen – vermittelt durch Proteine an benachbarten Zelloberflächen – können in lebenden Zellen mit einem Fluoreszenzfluktroskopie-Assay untersucht werden.
Nehmen Sie zunächst separate Zellkulturen, die einen Adhäsionsrezeptor exprimieren – ein Transmembranprotein. Der Rezeptor in den Zellen der beiden Populationen ist mit spektral getrennten fluoreszierenden Proteinen markiert. Diese fluoreszierenden Markierungen sind in der zytoplasmatischen Region des Rezeptors vorhanden und verhindern eine Interferenz mit der Zell-Zell-Interaktion.
Entsorgen Sie das Medium und fügen Sie Trypsin hinzu, um die Zellablösung zu erleichtern. Mischen Sie die beiden Zellpopulationen und inkubieren Sie, so dass die Rezeptoren der Nachbarzellen homotypische Trans-Wechselwirkungen bilden können.
Legen Sie die Zellen unter ein konfokales Mikroskop. Beleuchten Sie die Probe mit Laserquellen geeigneter Wellenlängen, wodurch eine Emission von beiden Fluoreszenzmarkierungen verursacht wird. Lokalisieren Sie zwei benachbarte Zellen mit verschiedenfarbigen Fluoreszenzsignalen, die in Kontakt stehen.
Erfassen Sie einen Zeilenscan – senkrecht zum Bereich der sich berührenden Zellmembranen – unter Verwendung des Spektralkanals beider Fluoreszenzmarkierungen. Der Laser fokussiert sich auf ein kleines Volumen der Probe – das Detektionsvolumen. Wenn die fluoreszenzmarkierten Rezeptoren in das Detektionsvolumen hinein und aus ihm heraus diffundieren, schwankt die Fluoreszenzintensität.
Interagieren die Rezeptoren der Nachbarzellen nicht, bewegen sie sich individuell, was zu unabhängigen Schwankungen ihrer Fluoreszenzintensität mit einer geringen Kreuzkorrelation führt.
Interagieren die benachbarten Zellen in Kontakt über ihre Rezeptoren, diffundieren die interagierenden Proteine zusammen, was zu einer korrelierten Fluktuation ihrer Fluoreszenzintensität führt.
Übertragen Sie die Zelllösung einer Vertiefung in die entsprechende Vertiefung. Mischen Sie vorsichtig, indem Sie einige Male auf und ab pipettieren, dann säen Sie die gemischten Zellen auf einer 35-Milliliter-Glasschale aus und kultivieren Sie die ausgesäten Zellen einen Tag lang bei 37 Grad Celsius und 5 % Kohlendioxid.
Richten Sie in der Software für konfokale Laser-Scanning-Mikroskope den Strahlengang ein. Um spektrales Übersprechen zu vermeiden, wählen Sie zwei separate Spuren aus, um mEGFP oder mEYFP und mCherry oder mCardinal nacheinander anzuregen und zu detektieren, und wählen Sie "Spuren in jeder Zeile wechseln". Verwenden Sie für die Erkennung entsprechende Filter für beide Kanäle.
Stellen Sie die Schale mit den gemischten Zellen auf den Probenhalter. Nachdem Sie 10 Minuten gewartet haben, um den Temperaturausgleich sicherzustellen und die Fokusdrift zu reduzieren, fokussieren Sie sich mit dem Transmissionslicht im Menü "Orten" auf die Zellen. Suchen Sie nach einem Paar von "roten" und "grünen" Zellen, die miteinander in Kontakt stehen.
Wählen Sie anschließend mit der Schaltfläche "Zuschneiden" einen Scanpfad senkrecht zum Zell-Zell-Kontakt aus. "Zoomen", um eine Pixelgröße von 50 bis 200 Nanometern zu erreichen und wählen Sie im "Scan-Modus" "Linie". Stellen Sie "Frame Size" auf 128 x 1 Pixel ein. Stellen Sie "Scangeschwindigkeit" auf den maximal zulässigen Wert ein und stellen Sie dann die Zyklen auf 100.000 bis 500.000 ein.
Wählen Sie anschließend die passenden Laserleistungen aus. Stellen Sie die Detektoren auf den Modus "Photonenzählung". Drücken Sie auf "Experiment starten", um die Aufnahme zu starten.