Elektrophoretischer Mobilitäts-Shift-Assay zum Nachweis von Transkriptionsfaktor-DNA-Komplexen

0 Ansichten4:31 Min. • July 8th, 2025

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Regulatorische Proteine, wie Transkriptionsfaktoren, erkennen und binden an spezifische DNA-Sequenzen in Promotorregionen und regulieren so die Genexpression.

Um spezifische Transkriptionsfaktor-DNA-Wechselwirkungen unter Verwendung des elektrophoretischen Mobilitätsverschiebungsassays nachzuweisen, beginnen Sie mit einem Röhrchen, das einen gewünschten Transkriptionsfaktor und spezifische kurze, infrarote, fluoreszierende Farbstoff-markierte DNA-Sonden in einem Bindungspuffer enthält. Inkubieren Sie im Dunkeln, um das Photobleichen des Farbstoffs zu verhindern.

Die Ionenstärke und der pH-Wert des Puffers bieten geeignete Bedingungen für den Transkriptionsfaktor, um spezifische Bindungssequenzen auf der DNA-Sonde zu identifizieren und zu binden. Magnesiumionen im Puffer stabilisieren die Protein-DNA-Komplexe zusätzlich.

Fügen Sie der Mischung einen geeigneten Ladefarbstoff hinzu, um den Fortschritt der Elektrophorese sichtbar zu machen. Laden Sie diese Mischung und die DNA-Sonden in die Vertiefungen eines vorgefertigten, nicht denaturierenden Polyacrylamidgels.

Führen Sie die Elektrophorese im Dunkeln durch.

Das angelegte elektrische Feld bewirkt, dass sich ungebundene, negativ geladene DNA-Sonden mit niedrigem Molekulargewicht durch das Gel zu positiv geladenen Anoden bewegen. Die großen Protein-DNA-Sondenkomplexe – mit einem höheren Molekulargewicht – wandern jedoch langsam, was zu einer verzögerten Migration und Verschiebung der Beweglichkeit der DNA im Gel führt.

Scannen Sie das Gel nach der Elektrophorese mit einem Infrarot-Bildgebungssystem und visualisieren Sie die mit Infrarot-Fluoreszenzfarbstoffen markierten DNA-Sonden.

Eine freie DNA-Sondenbande befindet sich am unteren Rand des Gels, während Protein-DNA-Komplexe als verschobene Bande auf dem Gel erscheinen, was auf die Bildung eines Protein-DNA-Komplexes hinweist.

Bereiten Sie 1 Milliliter 5X Bindungspuffer vor, indem Sie Tris-HCl, Natriumchlorid, Kaliumchlorid, Magnesiumchlorid, EDTA, DTT, BSA und doppelt destilliertes Wasser mischen.

Bevor Sie die Bindungsreaktionen in Gang setzen, führen Sie das 5%ige Polyacrylamid-Gel in 0,5x FSME und 2,5% Glycerin vor, um alle Spuren von Ammoniumpersulfat bei 80 Volt für 30 Minuten bis 1 Stunde zu entfernen, oder bis der Strom nicht mehr mit der Zeit variiert.

Mischen Sie als Nächstes 4 Mikroliter 5X-Bindungspuffer, 80 bis 200 Nanogramm gereinigtes Protein A, 1 Mikroliter 0,1-mikromolare farbstoffkonjugierte Sonde und doppelt destilliertes Wasser. Inkubieren Sie die Mischung bei Raumtemperatur im Dunkeln 15 Minuten lang.

Laden Sie nach der Inkubation die gesamte Bindungsreaktion auf das Gel und lassen Sie das Gel mit 10 Volt pro Zentimeter auf den gewünschten Abstand laufen. Decken Sie das Gelgerät mit Aluminium ab, um das Gel so weit wie möglich im Dunkeln zu halten.

Reinigen Sie das Scannerbett eines Infrarot-Bildgebungssystems mit destilliertem Wasser. Wischen Sie die Glasplatten mit dem Gel trocken und legen Sie sie auf das Scannerbett. Öffnen Sie die Infrarot-Bildgebungssoftware und klicken Sie auf die Registerkarte "Erwerben".

Verwenden Sie für dickere Platten die Einstellungen "700" für "Kanal", "Auto" für "Intensität", "84 Mikrometer" für "Auflösung", "Mittel" für "Qualität" und "3,5 Millimeter" für "Fokusversatz". Wählen Sie den Bereich aus, den das Gel auf dem Scanner einnimmt. Klicken Sie abschließend auf "Start", um den Scan zu starten.

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Zuletzt aktualisiert: 1 August 2026