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Makrophagen-extrazelluläre Fallen, METs, sind netzartige Strukturen, die von Makrophagen freigesetzt werden, um Krankheitserreger einzufangen und zu eliminieren.
METs bestehen aus extrazellulären Chromatinfasern, die mit der Matrix-Metalloproteinase-9, MMP-9 und dem citrullinierten Histon H3, H3Cit assoziiert sind – einem modifizierten Histonprotein, in dem das Arginin in Citrullin umgewandelt wird.
Um METs in formalinfixierten, paraffineingebetteten Lungengewebeschnitten von Mäusen zu charakterisieren, werden zunächst die Objektträger getrocknet. Tauchen Sie es in Xylol, um die Abschnitte zu entparaffinisieren. Verwenden Sie wässriges Ethanol, um die Abschnitte zu rehydrieren.
Erhitzen Sie die Abschnitte, um die Formalin-induzierten Proteinvernetzungen aufzubrechen und die Zielantigene für die nachfolgende Antikörperbindung freizulegen.
Fügen Sie eine proteinhaltige Lösung hinzu, um unspezifische Bindungsstellen zu blockieren. Inkubieren Sie mit einem Cocktail aus Anti-MMP-9-, Anti-H3Cit- und Anti-F4/80-Primärantikörpern.
Der Anti-F4/80-Antikörper bindet an das Oberflächenglykoprotein F4/80 der Makrophagenzelloberfläche. Die Anti-MMP-9- und Anti-H3Cit-Antikörper binden an MMP-9 bzw. H3Cit in METs. Fügen Sie verschiedene Fluorophor-konjugierte Sekundärantikörper hinzu, die an ihre jeweiligen Primärantikörper binden, die an ihre Ziele gebunden sind.
Montieren Sie die Profile mit DAPI-haltigem Einhängemedium. DAPI färbt die Chromatinfasern der METs. Nehmen Sie mit einem konfokalen Mikroskop ein Bild der Schnitte auf, um die Fluoreszenz der MET-Marker sichtbar zu machen.
METs zeichnen sich durch ihre extrazellulären Chromatinfasern und die Co-Expression von F4/80, MMP-9 und H3Cit aus.
Um die FFPE-Proben mit einer Antigen-Rückgewinnungslösung vorzubehandeln, trocknen Sie die Objektträger 60 Minuten lang bei 60 Grad Celsius im Ofen. Übertragen Sie dann die Objektträger für 30 Minuten in Xylollösung, bevor Sie die Proben 5 Minuten lang in 70%iges Ethanol bei Raumtemperatur überführen.
Nachdem Sie die Objektträger mit Leitungswasser abgespült haben, legen Sie sie in hitzebeständige Plastikfolie und unterziehen Sie sie einer höheren Antigengewinnung, indem Sie sie 10 Minuten lang in einen Schnellkochtopf mit Tris-EDTA pH 9,0 legen. Kühlen Sie die Proben 20 Minuten lang ab und geben Sie sie in Leitungswasser. Legen Sie sie dann für 5 Minuten auf eine Wippe. Wiederholen Sie die Leitungswasserwäsche und waschen Sie die Rutschen dann einmal in PBS auf der Wippe.
Um die Proben zu blockieren, fügen Sie 10 % Hühnerserum in 5 % BSA/PBS hinzu und inkubieren Sie sie 30 Minuten lang bei Raumtemperatur. Um Makrophagen-extrazelluläre Fallen oder METs in Makrophagen zu definieren, fügen Sie dann eine Verdünnung von 1 bis 100 Primärantikörpern in 1 % BSA/PBS hinzu und inkubieren Sie die Objektträger 16 Stunden lang bei 4 Grad Celsius.
Waschen Sie die Proben mit PBS zweimal jeweils 5 Minuten lang auf einer Wippe. Die entsprechenden fluoreszierenden Sekundärantikörper in 1 % BSA/PBS werden zugegeben und die Objektträger 40 Minuten lang bei Raumtemperatur inkubiert. Verwenden Sie nach PBS-Waschungen DAPI-haltiges Eindeckmedium, um das Chromatin zu färben und die Proben zu mounten.
Mit einem konfokalen Laserscankopf, der an einem inversen Mikroskop befestigt ist, können Sie Fluoreszenzbilder mit 20X 0,1 NA Luft- und 40X 1,0 NA Ölobjektiven aufnehmen. Nehmen Sie Bilder mit einer Ebene von 512 x 512 Pixeln auf, indem Sie auf die Schaltfläche zum Abgleichen von Zeilen klicken. Erhalten Sie mindestens 10 Sichtfelder pro Abschnitt für die Analyse und Daten für jedes Ergebnis.