Markierungsfreie Abtrennung von Neutrophilen aus der Trachealsekretion mittels spiralförmigem Mikrofluidikkanal

0 Ansichten3:51 Min. • July 8th, 2025

Neutrophile – Immunzellen mit mehrlappigen Kernen, regulieren die Trachealimmunität, indem sie eindringende Krankheitserreger verschlingen.

Um Neutrophile von der Trachealsekretion zu trennen, beginnen Sie mit einem spiralförmigen mikrofluidischen Kanal.

Der spiralförmige Kanal entspringt dem zentralen Einlass, dehnt sich nach und nach aus und gabelt sich in Innen- und Außenwandauslässe. Der Bifurkationskanal hat unterschiedliche Dicken, was eine effiziente Trennung gewährleistet. Jeder gekrümmte Kanal ähnelt einem Trapez, wobei die Höhe der Außenwand größer ist als die der Innenwand, wodurch ein variables Strömungsmuster erzeugt wird.

Füllen Sie den Einlass mit einem vorgefilterten, verdünnten menschlichen Trachealsekret, das Muzinaggregate, Neutrophile und Erythrozyten als zufällige Verunreinigungen enthält. Fließen Sie die Probe mit einer bestimmten Durchflussrate durch den spiralförmigen Mikrokanal, der zur Dispersion der Zellen und Aggregate führt.

Während sich Zellen durch den trapezförmigen Kanal bewegen, erfahren sie den Dean-Widerstand und die Trägheitsauftriebskräfte. Das Zusammenspiel dieser beiden Kräfte schafft ein Gleichgewicht, das die Zellen nach ihrer Größe trennt. Infolgedessen sammeln sich größere Neutrophile in der Nähe der Innenwand des Kanals an, während Erythrozyten und Muzinaggregate in der Nähe der Außenwand des Kanals verbleiben.

Schließlich bewegen sich die Neutrophilen durch den breiteren Kanal und sammeln sich im inneren Wandauslass.

Im Gegensatz dazu sammelt der schmale Kanal Erythrozyten und Muzinaggregate im Außenwandausgang und sorgt so für eine effiziente Neutrophilentrennung.

Verwenden Sie eine 10-Milliliter-Spritze, um 1 Milliliter Atemwegssekretproben in 9 Millilitern phosphatgepufferter Kochsalzlösung zu entnehmen. Anschließend wird die Schleimprobe mit Hilfe einer stumpfen Pipette homogenisiert. Verwenden Sie als Nächstes ein 40-Mikrometer-Nylon-Zellsieb, um das Verdünnungsmittel abzuseihen und große Gewebestücke oder Blutgerinnsel zu entfernen. Nachdem das Abseihen abgeschlossen ist, legen Sie die Probe auf Eis.

Geben Sie dann 50 Milliliter phosphatgepufferte Kochsalzlösung in das 0,5-Milliliter-Probenverdünnungsmittel, um eine Endkonzentration von 1.000-fach verdünnter Probe zu erreichen. Verwenden Sie die Flüssigkeitsführung, um den PDMS-Chip zusammenzubauen, um eine gleichmäßige Strömung auf jeden der vier spiralförmigen Mikrokanäle anzuwenden. Verwenden Sie als Nächstes einen Luer-Stecker mit einem Durchmesser von 1/16 Zoll, um ihn mit dem Einlass, dem Innenwandauslass und den Außenwandauslassöffnungen der Flüssigkeitsführung zu verbinden.

Verbinden Sie dann einen Silikonschlauch mit der Probensuspension. Schließen Sie anschließend die Schlauchpumpe an den Einlassschlauch an. Legen Sie den Auslassschlauch an der Außenwand in den Abfallbehälter. Positionieren Sie dann das Ende des Einlassschlauchs und den Auslassschlauch an der Innenwand im Probenbehälter.

Lassen Sie nach dem Positionieren des Schlauchs ein 50-Milliliter-Röhrchen, das mit 5 Millilitern phosphatgepufferter Kochsalzlösung ohne Kalzium und Magnesium gefüllt ist, im Probenreservoir. Um das Gerät anzusaugen, beginnen Sie dann mit einer Durchflussrate von etwa 1 Milliliter pro Minute zu pumpen.

Nachdem Sie die Probe in das Probenreservoir gegeben haben, schalten Sie die Peristaltikpumpe ein und stellen Sie die Durchflussrate auf 4 Milliliter pro Minute ein. Nachdem das Probenvolumen das gewünschte Volumen von ca. 1 bis 2 Millilitern erreicht hat, stoppen Sie den Vorgang und trennen Sie den Schlauch.

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Zuletzt aktualisiert: 29 August 2026