Extraktion von Wirtszelllysat aus infizierten Wirtszellen, die in einem permeablen Membransystem kultiviert wurden

0 Ansichten4:15 Min. • July 8th, 2025

Beginnen Sie damit, Säugetier-Wirtszellen in das untere Kompartiment eines durchlässigen Membransystems zu säen.

Fügen Sie Streptokokken – ein pathogenes Bakterium, von dem bekannt ist, dass es Streptolysin-S- oder SLS-Toxin absondert, zum Membraneinsatz hinzu. Das SLS-Toxin diffundiert durch die Membranpore und gelangt in die Wirtszelle.

Die membrangebundenen Natrium-Bicarbonat-Cotransporter regulieren den Ionentransport und halten die zelluläre Homöostase aufrecht. Das Toxin bindet an diese Cotransporter, stört den Ionentransport und verursacht osmotischen Stress in den Wirtszellen.

Dadurch werden mehrere nachgeschaltete Signalkaskaden aktiviert, darunter p38 MAPK, ein Mitogen-aktivierter Proteinkinase-Signalweg. Aktiviertes p38 MAPK phosphoryliert seine nachgeschalteten Ziele und initiiert eine zelluläre Reaktion gegen die Bakterien.

Entfernen Sie anschließend die durchlässige Membraneinlage. Aspirieren Sie das Medium über den Wirtszellen. Fügen Sie Lysepuffer hinzu, um den zellulären Inhalt freizusetzen. Zentrifuge, um die Zelltrümmer zu pelletieren.

Sammeln Sie den Überstand, der lösliche Lysatkomponenten enthält, und das Pellet, das unlösliche Lysatkomponenten enthält. Bewahren Sie die Proben für die weitere Analyse auf.

Verwenden Sie unmittelbar vor der Behandlung 1X PBS, um die Zellen zu waschen. Tragen Sie dann 2 Milliliter frisches Wachstumsmedium mit oder ohne pharmakologische Behandlung auf die Sechs-Well-Platten oder 0,5 Milliliter Medium auf die Wells der 24-Well-Platten auf. Verwenden Sie anschließend eine sterile Pinzette unter einer Laminar-Flow-Haube, um vorsichtig einen sterilen 0,4 Mikrometer durchlässigen Membraneinsatz in jede Vertiefung zu platzieren.

Ein schonender und steriler Umgang mit den durchlässigen Einsätzen während der Infektionsvorbereitung ist entscheidend, um zu verhindern, dass die Membran während dieses Prozesses beeinträchtigt oder kontaminiert wird.

Tragen Sie frisches Zellkulturmedium gemäß den Anweisungen des Herstellers auf die obere Kammer jeder Vertiefung auf. Tragen Sie dann ein entsprechendes Volumen der normalisierten Bakterienkulturen auf die obere Kammer des permeablen Membraneinsatzsystems auf und tragen Sie Bakterienmedium auf die Kontrollvertiefungen auf.

Eine sorgfältige Zugabe der Bakterien in die obere Kammer sowie ein schonender Transport der infizierten Zellen zum Inkubator sind entscheidend, da es wichtig ist, dass Bakterien während des Versuchsaufbaus die untere Kammer nicht kontaminieren.

Verwenden Sie eine sterile Pinzette, um den durchlässigen Membraneinsatz vorsichtig zu entfernen.

Zur Beurteilung der Lysate der Wirtszelle wird das Medium sanft über der Monoschicht abgesaugt, ohne die Wirtszellen zu stören. Verwenden Sie dann PBS, um die Zellen einmal zu spülen. Aspirieren Sie das PBS vorsichtig und tragen Sie sofort ein Volumen eiskalten Lysepuffers auf, um beispielsweise eine Proteinkonzentration von 0,5 bis 1,5 Milligramm pro Milliliter zu erreichen. Inkubieren Sie die Proben dann 15 Minuten lang auf Eis.

Verwenden Sie anschließend einen Zellschaber, um die Zellen von der Plattenoberfläche jeder Vertiefung zu lösen, und übertragen Sie den gesamten Inhalt jeder Vertiefung in ein 1,5-Milliliter-Röhrchen. Zentrifugieren Sie die Proben dann 20 Minuten lang bei 14.000 RCF und 4 Grad Celsius.

Um lösliche Lysatkomponenten zu beurteilen, überführen Sie den Überstand in ein frisches Röhrchen und lagern Sie ihn bei minus 20 Grad Celsius oder verwenden Sie ihn sofort. Um nukleare oder andere unlösliche Lysatbestandteile zu beurteilen, bewahren Sie das Pellet auf und lagern Sie es bei minus 20 Grad Celsius oder verwenden Sie es sofort.

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Zuletzt aktualisiert: 29 August 2026