Vorbereitung und Quantifizierung von Mycobacterium bovis BCG lux Inokulum zur Infektion

0 Ansichten4:06 Min. • July 8th, 2025

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Beginnen Sie mit einer aufgetauten Kultur von Mycobacterium bovis BCG lux, einem genetisch veränderten biolumineszierenden Stamm von abgeschwächtem Mycobacterium bovis, der das Reporter-Luciferase-Enzym exprimiert.

Die Suspension wird in einen Kulturkolben geimpft, der das antibiotische Hygromycin-supplementierte Wachstumsmedium enthält. Ausbrüten. BCG lux beherbergt das Hygromycin-resistente Gen, das sein Überleben und Wachstum erleichtert.

Bereiten Sie nach der Inkubation geeignete Kulturverdünnungen mit einem Puffer in Luminometerröhrchen vor. Übertragen Sie es auf das Luminometer, das mit einer langkettigen aliphatischen Aldehyd-Substratlösung beladen ist. Während des Laufs wird der Aldehyd in die mykobakterielle Suspension injiziert, die in die Zellen gelangt.

Bakterielle Luciferase katalysiert die Oxidation des endogenen reduzierten Flavinmononukleotids und des Aldehyds, was zu einer blau-grünen Lichtemission führt. Die gemessene Biolumineszenzintensität gibt Aufschluss über die metabolische Aktivität von BCG lux und korreliert mit der Messung lebensfähiger Bakterien oder koloniebildender Einheiten, KBE.

Zentrifugieren Sie anschließend die verbleibende Mykobakterienkultur. Resuspendieren Sie das mykobakterielle Pellet in einem Puffer, der ein nichtionisches Tensid enthält, um eine Verklumpung der Mykobakterien zu verhindern.

Verdünnen Sie die Suspension mit Hilfe der Biolumineszenzmessungen, um die gewünschte Zelldichte zu erhalten. Bereiten Sie serielle Verdünnungen von Mykobakterien vor und plattieren Sie sie auf Hygromycin-supplementierte Nähragarplatten. Inkubieren, so dass BCG lux Kolonien bilden kann.

Berechnen Sie KBE, um die Korrelation mit der Biolumineszenzintensität zu bestätigen. Das präparierte BCG lux-Inokulum kann für Infektionsstudien verwendet werden.

Tauen Sie zunächst eine gefrorene 1,2-Milliliter-Glycerinbrühe von Mycobacterium bovis BCG lux auf. Der Montrealer Impfstoffstamm wurde mit dem Shuttle-Plasmid PSMT-1 transformiert, das die luxAB-Gene trägt. In einem beschrifteten 250-Milliliter-Erlenmeyerkolben werden 15 Milliliter Middlebrook 7H9-Bouillon mit dem aufgetauten 1,2-Milliliter-Aliquot von BCG lux beimpft.

Legen Sie den Kolben in einen versiegelten Biosicherheitsbehälter und inkubieren Sie ihn 72 Stunden lang bei 37 Grad Celsius in einem orbitalen Shaker-Inkubator bei 220 U/min. Bereiten Sie nach der Inkubation eine bis 10 Verdünnungen der Kultur in phosphatgepufferter Kochsalzlösung in Luminometerröhrchen vor. Vortex und laden Sie die Luminometerröhren in das Luminometer.

Laden Sie das Substrat 1% n-Decylaldehyd in absolutem Ethanol in die Injektorplattform und messen Sie die Biolumineszenz. Wandeln Sie die Biolumineszenz in koloniebildende Einheiten um, um das Wachstum der BCG-Lux-Kultur zu überprüfen.

Übertragen Sie die Kultur in ein Zentrifugenröhrchen und zentrifugieren Sie sie 10 Minuten lang bei Raumtemperatur bei 2.175 g g, um die Zellen zu pelletieren. Der Überstand ist in ein geeignetes Desinfektionsmittel mit bekannter mykobakterizider Wirkung zu entsorgen. Waschen Sie das Zellpellet zweimal in 50 Millilitern PBS-T, indem Sie es 10 Minuten lang bei 2.175 g zentrifugieren, um Bakterienverklumpungen zu verhindern.

Nach der abschließenden Wäsche wird der Abfallüberstand dekantiert und das Mykobakterienzellpellet in der erforderlichen Menge PBS-T resuspendiert, um die Mykobakteriensuspension auf die gewünschte Zelldichte zu verdünnen. Bereiten Sie dann 10-fache serielle Verdünnungen des Inokulums in 24-Well-Platten mit PBS-T vor.

10 Mikroliter jeder Verdünnung werden in doppelter Ausführung auf Middlebrook 7H11 Agarplatten aufgetragen, um die Anzahl der Inokulum-KBE aufzuzählen.

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Zuletzt aktualisiert: 15 August 2026