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Beginnen Sie mit einer anästhesierten Empfängermaus, die zuvor bestrahlt wurde, um das Immunsystem des Wirts zu unterdrücken.
Gewinnen Sie hämatopoetische Stammzellen von einer genetisch unterschiedlichen Spendermaus, um eine allogene Stammzelltransplantation nachzuahmen.
Entnehmen Sie die Spender-T-Zellen mit magnetischen Kügelchen.
Injizieren Sie diese T-Zell-depletierte Suspension in den retrobulbären Raum der Empfängermaus.
Transplantierte Zellen gelangen in den Blutkreislauf, wandern in die Knochenmarkgefäße und verwenden Adhäsionsmoleküle, um in die Nische einzudringen und die Hämatopoese einzuleiten.
Injizieren Sie Milz-T-Lymphozyten von einer allogenen Spendermaus in den retrobulbären Raum des Empfängers, um eine Immunkreuzreaktivität zu induzieren.
Diese alloreaktiven T-Zellen wandern in verschiedene Gewebe.
Die Oberflächenrezeptoren der T-Zellen binden an die Antigene der Empfängerzellen und erkennen sie als fremd.
Dies löst eine Kaskade von Signalereignissen innerhalb der T-Lymphozyten aus, die zu deren Aktivierung führen.
Die aktivierten T-Zellen lösen eine Entzündungskaskade aus, die durch die Rekrutierung zusätzlicher Immunzellen gekennzeichnet ist, die gemeinsam das Wirtsgewebe schädigen, was zur Entwicklung einer Graft-versus-Host-Krankheit führt.
Einen Tag nach der Ganzkörperbestrahlung der Empfänger-BALB/c-Mäuse wird ein CD45.1/Ly5.1 B6 platziert. SJL-Spendermaus in Bauchlage auf einer sauberen Arbeitshülle und verwenden Sie eine 13 Zentimeter lange gebogene und gezackte Spitze einer Semken-Pinzette, um das Fell an einer Achillesferse anzuheben.
Schneiden Sie mit einer gehärteten, 8,5 Zentimeter langen feinen Schere mit geraden Spitzen die Haut zwischen der Pinzette und einer Ferse ein und verlängern Sie den Schnitt kranial, um die Entfernung der Haut und des Fells von den Hintergliedmaßen zu erleichtern. Wenn die Haut von den hinteren Gliedmaßen entfernt wurde, schneiden Sie durch jedes Hüft-, Knöchel- und Kniegelenk.
Lagern Sie den Oberschenkel und den Schaft jeder hinteren Gliedmaße in einer einzigen 92-Millimeter-Petrischale, die mit PBS auf Eis gefüllt ist, und entfernen Sie vorsichtig so viel Muskel wie möglich von jedem Knochen, indem Sie jeden gereinigten Oberschenkelknochen und jedes Schienbein in ein 50-Milliliter-Röhrchen mit sterilem RPMI 1640 Medium auf nassem Eis geben.
Um das Knochenmark zu isolieren, geben Sie einen Knochen nach dem anderen in eine neue 92-Millimeter-Petrischale, die mit frischem RPMI 1640-Medium gefüllt ist, und schneiden Sie mit einem Skalpell die Enden jedes Knochens ab. Verwenden Sie als Nächstes eine 1-Milliliter-Spritze, die mit einer 26-Gauge-Nadel ausgestattet ist, um die Knochen jeweils mit jeweils einem Milliliter frischem Medium in ein 50-Milliliter-Sammelröhrchen mit fünf Millilitern Medium zu spülen.
Wenn alle Knochen gespült wurden, pipettieren Sie die krümeligen Knochenmarkstücke mehrmals vorsichtig auf und ab, um eine einzellige Suspension zu erzeugen. Bevor Sie die Zellen durch ein 40-Mikrometer-Rasterzellensieb in ein neues 50-Milliliter-Sammelröhrchen filtrieren, pelletieren Sie die Zellen durch Zentrifugation und resuspendieren Sie die Zellen in fünf Millilitern Ammoniumchlorid-Kalium-Lysepuffer für eine dreiminütige Inkubation bei Raumtemperatur. Stoppen Sie am Ende der Inkubation die Reaktion mit 10 Millilitern PBS und zentrifugieren Sie die Zellen erneut.
Resuspendieren Sie das Pellet in zwei Millilitern frischem PBS zur Zählung und legen Sie ein 6 x 10 6-Zellen-Aliquot für die nachgeschaltete durchflusszytometrische Analyse beiseite. Verwenden Sie anschließend ein kommerziell erhältliches Zellaufreinigungskit, um die CD90.2-positiven T-Zellen aus der Einzelzellsuspension des Knochenmarks gemäß den Anweisungen des Herstellers magnetisch zu depletieren, und stellen Sie ein 1 x 10 6-Zell-Aliquot des T-Zell-abgereicherten Eluats für die nachgeschaltete durchflusszytometrische Analyse der Zellreinheit und -zusammensetzung vor und nach der Trennung beiseite.
Verwenden Sie dann eine Ein-Milliliter-Spritze, die mit einer 30-Gauge-Nadel ausgestattet ist, um 5 x 105 T zellarmierte Knochenmarkzellen und 100 Mikroliter PBS intravenös in den retrobulbären Raum des venösen Sinus jedes bestrahlten Empfängertieres zu injizieren.
Legen Sie am nächsten Tag eine Milz, die von einem Spendertier entnommen wurde, auf ein 40-Mikrometer-Netzsieb in einem 50-Milliliter-Entnahmeröhrchen und drücken Sie das Milzgewebe mit einem Spritzenkolben durch das Sieb in das Röhrchen. Waschen Sie das Sieb und den Kolben mit PBS, um alle Splenozyten zu sammeln, und pelletieren Sie die Zellen durch Zentrifugation nach der Lyse der roten Blutkörperchen, wie gezeigt. Resuspendieren Sie die weißen Blutkörperchen für die Zählung und legen Sie ein 6 x 10 6-Zellen-Aliquot für die nachgeschaltete durchflusszytometrische Analyse beiseite.
Für eine Gesamtisolierung von CD3-positiven T-Zellen aus Gesamtsplenozyten ist ein handelsübliches Zellaufreinigungskit gemäß den Anweisungen des Herstellers zu verwenden und ein Aliquot von 1 x 106 CD3-positiven T-Zellen aus der positiven Zellfraktion für die nachgeschaltete durchflusszytometrische Analyse der Zellreinheit und -zusammensetzung vor und nach der Trennung beiseite zu legen. Injizieren Sie dann 7 x 105 alloreaktive CD3-positive T-Zellen und 100 Mikroliter PBS intravenös in den retrobulbären Raum jeder Empfängermaus, um GvHD zu induzieren.