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Während der Infektion setzen Alveolarmakrophagen Makrophagen-extrazelluläre Fallen oder METs frei, um Krankheitserreger zu eliminieren.
METs bestehen aus Chromatinfasern, die mit Peptidylarginin-Deiminasen, PADs, Matrix-Metalloproteinasen und citrullinierten Histonen komplexiert sind.
Um METs in Makrophagen aus bronchoalveolärer Lavageflüssigkeit sichtbar zu machen, zentrifugieren Sie zunächst die Flüssigkeit.
Plattieren Sie die resuspendierten Zellen auf Deckgläsern in Multi-Well-Platten-Wells.
Makrophagen heften sich an die Deckgläser, während andere Zellen in der Schwebe bleiben und verworfen werden.
Fixieren Sie die Makrophagen und bewahren Sie die Zellstruktur. Permeabilisieren Sie sie, um Zugang zu den zellulären Zielen zu erhalten.
Fügen Sie blockierende Proteine hinzu, um eine unspezifische Antikörperbindung zu verhindern.
Ergänzen Sie mit einem primären Antikörpercocktail, der an citrullinierte Histone, PADs bzw. Matrix-Metalloproteinasen bindet.
Fügen Sie verschiedene Fluorophor-markierte Sekundärantikörper hinzu, die an Ziel-MET-Protein-gebundene Primärantikörper binden.
Mounten Sie die Zellen mit DAPI-haltigem Eindeckmedium. DAPI, ein Fluoreszenzfarbstoff, färbt die Chromatinfasern.
Visualisieren Sie mit einem konfokalen Mikroskop die METs, die durch fluoreszierende extrazelluläre Chromatinfasern mit citrullinierten Histonen, PADs und Metalloproteinasen gekennzeichnet sind.
Nach der Gewinnung von Lungenmakrophagen von Menschen und Mäusen durch bronchoalveoläre Lavage (BAL) gemäß dem Textprotokoll verwenden Sie Trypanblau und ein Hämozytometer, um eine lebensfähige Zellzählung an der BAL-Lösung durchzuführen. Pipettieren Sie 1 bis 4 x 105 Makrophagen in 500 Mikrolitern Nährmedium auf Deckgläser in den Vertiefungen von 24-Well-Platten. Inkubieren Sie die Zellen dann über Nacht bei 37 Grad Celsius, damit die Zellen haften können.
Entfernen Sie das Kulturmedium und verwenden Sie PBS, um die Zellen einmal zu waschen. Fügen Sie dann 2 % Paraformaldehyd/Periodat/Lysin oder PLP-Fixiermittel hinzu und inkubieren Sie die Proben 10 Minuten lang. Nachdem Sie die Zellen mit PBS kurz gewaschen haben, fügen Sie 0,2 % Tween-20 in PBS hinzu und inkubieren Sie die Zellen 20 Minuten lang.
Um die Zellen zu blockieren, fügen Sie anschließend 10 % Hühnerserum in 5 % BSA, verdünnt in PBS, hinzu und inkubieren Sie die Proben 30 Minuten lang bei Raumtemperatur. Ersetzen Sie dann die Blocklösung durch eine Konzentration von 1 bis 100 Primär- und Isotopenkontrollantikörpern und inkubieren Sie die Zellen eine Stunde lang bei Raumtemperatur. Nach der Inkubation verwenden Sie PBS, um die Zellen zu waschen, bevor Sie die entsprechenden Sekundärantikörper hinzufügen. Inkubieren Sie die Proben dann 40 Minuten lang bei Raumtemperatur.
Nachdem Sie die Zellen in PBS gewaschen haben, mounten Sie die Proben mit DAPI-basiertem Eindeckmedium. Visualisieren Sie dann die Proben mit einem Konfokalmikroskop.