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Beginnen wir mit Krebszellen mit Sulfatmangel, die ein GFP-markiertes Oberflächenprotein exprimieren.
Fügen Sie radioaktiv markiertes Sulfat und modifizierte Anti-GFP-Nanobodies hinzu – einen einkettigen Antikörper, der ein Tyrosinsulfatierungsmotiv trägt, und inkubieren Sie.
Zellen mit Sulfatmangel internalisieren radioaktiv markierte Sulfate und bauen sie in zelluläre Komponenten ein.
Der Anti-GFP-Nanobody bindet an das GFP-markierte Oberflächenprotein und wird in ein Vesikel endozytiert. Dieses Vesikel transportiert den Nanobody-Oberflächenproteinkomplex entlang spezifischer intrazellulärer Wege, einschließlich des trans-Golgi-Netzwerks (TGN).
Innerhalb des TGN überträgt die Sulfotransferase in Gegenwart eines Substrats ein radioaktives Sulfat auf bestimmte Tyrosinreste auf dem Nanobody und markiert ihn dadurch radioaktiv
.
Waschen Sie die Zellen. Als nächstes lysieren Sie die Zellen.
Zentrifugieren Sie das Lysat, um große Zelltrümmer zu entfernen. Isolieren Sie die Nanobodies mit einer Reinigungsmethode auf Nickelkügelchenbasis.
Laden Sie die isolierte Fraktion auf ein SDS-PAGE-Gel, um den radioaktiv markierten Nanobody in verschiedene Banden zu unterteilen.
Unterziehen Sie das Gel einer Autoradiographie.
Das resultierende Autoradiogramm zeigt abgedunkelte Bereiche, was auf das Vorhandensein des radioaktiv markierten Nanobodies hinweist.
In einer Zellkulturhaube säen Sie zwischen 400.000 und 500.000 HeLa-Zellen, die ein GFP-markiertes Reporterprotein stabil exprimieren, entweder in 35-mm-Schalen oder 6-Well-Cluster aus, wobei das vollständige Medium Antibiotika enthält. Inkubieren Sie die Zellen bei 37 Grad Celsius mit 7,5 % Kohlendioxid über Nacht. Entfernen Sie am nächsten Tag das gesamte Medium und waschen Sie die Zellen zweimal mit 1X PBS bei Raumtemperatur. Hungern Sie die Zellen 1 Stunde lang mit sulfatfreiem Medium bei 37 Grad Celsius und 7,5 % Kohlendioxid.
In der Zwischenzeit ist in einer belüfteten Haube oder einer für Radioaktivitätsarbeiten vorgesehenen Bank Sulfatmarkierungsmedium herzustellen, das 0,5 Millicurie pro Milliliter Natriumsulfat S35 in sulfatfreiem Medium enthält. Mischen Sie anschließend VHH Double-Tier-Sulf in 1X PBS mit Sulfatmarkierungsmedium bis zu einer Endkonzentration von 2 Mikrogramm pro Milliliter. Wenn die Inkubation abgeschlossen ist, ersetzen Sie das sulfatfreie Medium durch 0,7 Milliliter der vorbereiteten Medienmischung, die Natriumsulfat S35 und VHH-zweistufiges Sulf enthält. Inkubieren Sie die Zellen 1 Stunde lang bei 37 Grad Celsius in einem 7,5%igen Kohlendioxid-Inkubator, der für die Arbeit mit Radioaktivität ausgelegt ist.
Entfernen Sie danach das Markierungsmedium und waschen Sie die Zellen zwei- bis dreimal mit eiskaltem 1X PBS auf einer Kühlplatte oder auf Eis. Fügen Sie 1 Milliliter Lysepuffer hinzu, ergänzt mit zwei millimolaren PMSF und 1X Proteasehemmer-Cocktail. Inkubieren Sie die Zellen für 10 bis 15 Minuten auf einer schaukelnden Plattform bei 4 Grad Celsius. Kratzen Sie dann das Lysat ab und übertragen Sie es in ein neues 1,5-Milliliter-Röhrchen, wirbeln Sie das Lysat und legen Sie es 10 bis 15 Minuten lang bei 4 Grad Celsius auf einen durchgehenden Rotator. Zentrifugieren Sie bei 10.000 g und 4 Grad Celsius für 10 Minuten, um ein postnukleäres Lysat herzustellen. Das postnukleäre Lysat wird in ein 1,5-Milliliter-Röhrchen mit vorbereiteten Nickelkügelchen überführt und 1 Stunde lang auf einem End-over-End-Shaker bei 4 Grad Celsius inkubiert, um die Nanobodies zu isolieren.
Waschen Sie die Kügelchen danach dreimal mit entweder 1X PBS oder Lysepuffer, indem Sie sie 1 Minute lang vorsichtig bei 1000 g pelletieren. Entfernen Sie vorsichtig den gesamten Waschpuffer von den Kügelchen und fügen Sie 50 Mikroliter 2X Probenpuffer hinzu. Bei 95 Grad Celsius 5 Minuten kochen lassen. Laden Sie dann die gekochten Kügelchen auf ein Midi-Gel mit 12,5 % SDS-PAGE und führen Sie das Verfahren gemäß dem Standard-PAGE-Protokoll durch, bis der Referenzfarbstoff das Ende des Trenngels erreicht hat. Fixieren Sie das Trenngel in ca. 30 Millilitern Fixierpuffer für 1 Stunde bei Raumtemperatur. Waschen Sie das Gel dreimal mit ca. 50 Millilitern deionisiertem Wasser und trocknen Sie das Gel dann, wie im Textprotokoll beschrieben. Wenn die Trocknung abgeschlossen ist, verwenden Sie einen Phosphor-Screen-Imager, um das Gel autoradiographisch zu fotografieren.