Ein Spot-Plate-Assay zur Bewertung oxidativer Stressreaktionen in Bakterienstämmen

0 Ansichten5:10 Min. • July 8th, 2025

Behandeln Sie sowohl Pyomelanin als auch nicht-Pyomelanin-produzierende Bakterienstämme mit einem Testmittel.

Pyomelanin, ein extrazelluläres Pigment, bietet Schutz vor oxidativem Stress.

Das Testmittel stört die Pyomelanin-Biosynthese und reduziert deren Produktion.

Nach der Inkubation sind serielle bakterielle Verdünnungen mit einem Puffer durchzuführen, der das Prüfmittel oder das Vehikelmittel enthält.

Erkennen Sie bakterielle Verdünnungen auf Agarplatten mit unterschiedlichen Wasserstoffperoxid-Konzentrationen – einem oxidativen Stressor.

Als Kontrolle dienen Platten, denen Wasserstoffperoxid fehlt.

ausbrüten. In Kontrollplatten bilden Bakterien Kolonien.

Im unbehandelten Pyomelanin-produzierenden Stamm schützt Pyomelanin die Bakterien vor Wasserstoffperoxid-induzierten oxidativen Schäden, die zu pigmentierten Kolonien führen.

Der mit dem Testmittel behandelte Pyomelanin-produzierende Stamm mit reduziertem Pyomelanin wird jedoch empfindlich gegenüber oxidativem Stress, was zum bakteriellen Tod führt.

Zählen Sie die Kolonien.

Die verringerte Koloniezahl und -größe mit zunehmender Wasserstoffperoxidkonzentration in behandelten Pyomelanin-produzierenden und sowohl behandelten als auch unbehandelten nicht-Pyomelanin-produzierenden Stämmen als bei Kontrollen deutet auf eine erhöhte bakterielle Empfindlichkeit gegenüber oxidativem Stress hin.

Um dieses Verfahren zu beginnen, richten Sie über Nacht Kulturen der Stämme ein, die in LB mit und ohne NTBC getestet werden sollen. Bereiten Sie am nächsten Tag LB-Agarplatten vor, die Wasserstoffperoxid als oxidativen Stressor enthalten. Zuerst schmelzen Sie die LB-Agarkolben und kühlen das Medium auf etwa 50 Grad Celsius bei Raumtemperatur ab.

Geben Sie anschließend Wasserstoffperoxid in den gewünschten Konzentrationen direkt in das abgekühlte Medium. Den Kolben zum Mischen schwenken. Ein Bereich von Wasserstoffperoxid-Konzentrationen von 0 bis 1 Millimolar ist ein guter Ausgangspunkt. Gießen Sie die Platten sofort und flammen Sie die Oberfläche ab, um Blasen zu entfernen. Die Ausbeute liegt bei vier Platten pro 100 Millimeter LB-Agar. Markieren Sie die Platten mit der Wasserstoffperoxid-Konzentration.

Legen Sie die Platten unbedeckt in eine biologische Strömungshaube, wobei ein Ventilator 30 Minuten lang läuft, um überschüssige Feuchtigkeit von den Platten zu entfernen. Die Platten sollten am selben Tag verwendet werden, an dem sie zubereitet werden. Während die Platten trocknen, waschen und messen Sie den OD600 der Übernachtkulturen.

Normalisieren Sie den OD600-Wert aller Übernachtkulturen auf den niedrigsten Wert für die zu testenden Stämme. Bestimmen Sie dazu das Kulturvolumen, das erforderlich ist, um die Kultur auf den niedrigsten OD600 in einem Gesamtvolumen von 1 Milliliter zu verdünnen.

Wenn eine Kultur z. B. einen OD600-Wert von 3 aufweist und der niedrigste OD600-Wert für den Satz von Stämmen 2,5 beträgt, führen Sie die folgende Berechnung durch, die 0,833 Milliliter als benötigtes Kulturvolumen ergibt. Geben Sie 0,833 Milliliter Kultur in ein Mikrofuge-Röhrchen. Berechnen Sie als Nächstes die Menge an LB plus NTBC oder LB plus DMSO, die erforderlich ist, um das Kulturvolumen auf 1 Milliliter zu bringen. In diesem Beispiel wäre die Menge 0,167 Milliliter. Durch Vortexen mischen.

Um die Kulturen in einer konstanten Konzentration von NTBC oder DMSO zu halten, führen Sie 10-fache serielle Verdünnungen der normalisierten Übernachtkulturen in PBS plus NTBC oder PBS plus DMSO durch. Stellen Sie Standardlösungen aus PBS plus NTBC und PBS plus DMSO her, die je nach Anzahl der getesteten Stämme nach oben oder unten skaliert werden.

Für einen Verdünnungssatz für einen Stamm mischen Sie 300 Mikromolar NTBC oder ein gleichwertiges Volumen DMSO mit PBS, um ein Gesamtvolumen von 720 Mikrolitern zu erhalten. Geben Sie 90 Mikroliter PBS plus NTBC oder PBS plus DMSO in die entsprechenden Mikrofuge-Röhrchen, die für die seriellen Verdünnungen von minus 1 bis minus 10 bis minus 7 gekennzeichnet sind. Geben Sie 10 Mikroliter Kultur in die entsprechenden 10 in das Minus-1-Verdünnungsröhrchen.

Mischen Sie durch Vortexen und übertragen Sie 10 Mikroliter der 10 auf das minus 1 Verdünnungsrohr auf das 10 auf das minus 2 Verdünnungsrohr. Wechseln Sie die Pipettenspitzen zwischen den Verdünnungen und wiederholen Sie diesen Vorgang, bis alle Verdünnungen durchgeführt wurden.

Spotten Sie 5 Mikroliter der 10 bis minus 3 bis 10 bis minus 7 Verdünnungen auf LB plus Wasserstoffperoxidplatten in doppelter Ausführung für jeden Stamm. Verwenden Sie eine Pipettenspitze, wenn die Flecken für die meisten bis am wenigsten verdünnt platt sind. Kippen oder kippen Sie die Platte nicht, bis die Flüssigkeit in der Platte getrocknet ist. Inkubieren Sie die Platten bei 37 Grad Celsius. Je nach Belastung 24 bis 48 Stunden lang. Sobald große Kolonien aufgetaucht sind, fotografieren Sie die Platten mit einer CCD-Kamera über einem Transilluminator.

08:10

Mess Oxidativer Stress Widerstandsrat

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Zuletzt aktualisiert: 29 August 2026