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Beginnen Sie mit einem Objektträger mit Formalin-fixierten, deparaffinisierten und rehydrierten Biopsieabschnitten der Schläfenarterie mit infiltrierten Immunzellen, einschließlich Lymphozyten und Makrophagen.
Aktivierte Makrophagen exprimieren den Folatrezeptor beta oder FR-β – einen krankheitsbezogenen Marker, der die Makrophagen von anderen Immunzellen unterscheidet.
Übertragen Sie den Objektträger in einen vorgewärmten Puffer, um Oberflächenrezeptoren zu gewinnen.
Behandeln Sie den Schnitt mit Wasserstoffperoxid, wodurch die intrazelluläre Peroxidaseaktivität blockiert wird.
Einführung einer Mischung aus primären Antikörpern, die auf CD3, CD68 und FR-β abzielen und an Immunzellen binden, die diese Proteine exprimieren.
Biotinylierte Sekundärantikörper hinzufügen, die mit Primärantikörpern interagieren, und waschen.
Überlagerung mit Streptavidin-konjugierten Enzymen, die an Biotin binden.
Behandeln Sie mit einem chromogenen Substrat, das mit Enzymen interagiert und lokalisierte braune Ausfällungen erzeugt.
Führen Sie eine Gegenfärbung ein – Hämatoxylin, die die Zellkerne blau färbt.
Mikroskopisch identifizieren Sie kleine, runde, braun gefärbte Zellen als CD3-exprimierende Lymphozyten und große, unregelmäßige, braun gefärbte Zellen als CD68- und FR-β-exprimierende Makrophagen.
Quantifizieren Sie die Makrophagen in diesem Abschnitt, um ihr Verhältnis zu den insgesamt infiltrierten Immunzellen zu ermitteln.
Für die Antigen-Entnahme das Gestell in einen Glasbehälter mit 200 Mikrolitern 95 Grad Celsius, 10 Millimolar pro Liter, Citratpuffer für 30 Minuten umfüllen. Lassen Sie die Objektträger am Ende der Inkubation 20 Minuten lang auf Raumtemperatur abkühlen, bevor Sie sie fünf Minuten lang mit fließendem Wasser abspülen.
Um die endogene Peroxidaseaktivität zu entfernen, ziehen Sie zunächst mit einem hydrophoben Marker einen Kreis um jede Gewebeprobe, bevor Sie die Proben 10 Minuten lang in 200 Mikrolitern 3%igem Wasserstoffperoxid inkubieren, gefolgt von drei Waschgängen in 200 Mikrolitern Tris-gepufferter Kochsalzlösung oder TBSS pro Waschgang. Nach dem letzten Waschen tupfen Sie jeden Objektträger vorsichtig ab, um überschüssigen Puffer zu entfernen, und fügen Sie jedem Objektträger 200 Mikroliter des primären Antikörpercocktails und ein Deckglas hinzu, um eine einstündige Inkubation in einer feuchten Kammer bei Raumtemperatur zu gewährleisten.
Entsorgen Sie am Ende der Inkubation die Deckgläser und spülen Sie die Objektträger mit drei zweiminütigen Wäschen in frischem TBSS aus. Nach Entfernen des überschüssigen Puffers werden 200 Mikroliter einer geeigneten biotinylierten Sekundärantikörperlösung und ein Deckglas zu jedem Objektträger für eine 45-minütige Inkubation in der Feuchtkammer bei Raumtemperatur hinzugefügt. Nachdem Sie die Deckgläser entsorgt haben, spülen Sie die Objektträger wie gezeigt mit TBSS aus. Entfernen Sie überschüssigen Puffer.
Ermöglichen Sie die Schnitte mit 200 Mikrolitern DAB-Substratpuffer für 10 Minuten bei Raumtemperatur. Waschen Sie die Objektträger am Ende der Inkubation 10 Minuten lang mit TBSS und fließendem Leitungswasser, bevor Sie sie drei Minuten lang mit Hämatoxylin gegenfärben. Geben Sie dann 70 Mikroliter eines geeigneten Eindeckmediums auf jeden Objektträger und kippen Sie langsam ein Glasdeckglas auf das Eindeckmedium, um Blasen beim Absenken des Eindeckglases zu vermeiden.
Für die histopathologische Analyse legen Sie den Objektträger auf den Tisch eines Lichtmikroskops und beurteilen Sie die Gefäßarchitektur des ersten Gewebeschnitts. Quantifizieren Sie dann die Anzahl der Makrophagen im Verhältnis zur Anzahl der Lymphozyten pro Schnitt.