Ein Durchflusszytometrie-Assay zur Identifizierung von Immunzelluntergruppen in mononukleären Zellen des peripheren Blutes

0 Ansichten4:57 Min. • July 8th, 2025

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nehmen Sie mononukleäre Zellen des peripheren Blutes oder PBMCs, eine gemischtzellige Population, die Lymphozyten und Monozyten umfasst.

Fügen Sie einen fluoreszierenden Viabilitätsfarbstoff hinzu, um tote Zellen zu unterscheiden, und einen fluoreszenzmarkierten Antikörper-Cocktail zur Identifizierung verschiedener Zelltypen.

Die Fluorochrom A-konjugierten Antikörper binden an Oberflächenmarker – CD3 auf T-Zellen, γδ T-Zellrezeptor oder TCR auf γδ T-Zellen und CD56 auf natürlichen Killer- oder NK-Zellen.

Die Fluorochrom B-konjugierten Antikörper binden an CD4 und CD8 auf T-Zellen, CD19 auf B-Zellen und CD14 auf Monozyten.

Identifizieren Sie mit Hilfe der Durchflusszytometrie die Untergruppen lebender Zellen.

Während CD8+- und CD4+-T-Zellen CD3+ sind, liegen CD4+-Zellen zwischen CD3-einfach-positiven und CD3-CD8-doppelt-positiven Zellen.

γδ T-Zellen exprimieren γδ TCRs und höhere CD3 im Vergleich zu CD4+ und CD8+ Zellen.

B-Zellen und NK-Zellen sind CD3-, werden aber durch CD19 auf B-Zellen und CD56 auf NK-Zellen identifiziert.

Monozyten werden durch CD14-Expression identifiziert.

Um die PBMCs für die Färbung vorzubereiten, geben Sie 100 Mikroliter jeder Probe auf eine 96-Well-V-Bodenplatte. Die Platte bei 350 mal g drei Minuten lang bei Raumtemperatur zentrifugieren. Saugen Sie den Überstand vorsichtig an, ohne das Zellpellet zu stören. Geben Sie in jede Vertiefung 100 Mikroliter PBS, das einen lebend/tot fixierbaren Farbstoff enthält, der mit freiem Amin auf Proteinen reagiert, und resuspendieren Sie die PBMC-Mischung vorsichtig.

Lassen Sie die Platte anschließend 10 Minuten bei Raumtemperatur ruhen, um abgestorbene Zellen zu markieren. Bereiten Sie für jede Probe 30 Mikroliter einer Mischung vor, die alle sieben Antikörper enthält. In diesem Stadium können auch titrierte Antikörper gegen verschiedene Zielmoleküle und in verschiedenen Fluorochromen hinzugefügt werden. Die 96-Well-Platte wird drei Minuten lang bei Raumtemperatur bei 350-mal g zentrifugiert und der Überstand vorsichtig abgesaugt, ohne das Zellpellet zu stören.

Geben Sie den Antikörpercocktail in jede Vertiefung und resuspendieren Sie vorsichtig, ohne Blasen zu erzeugen. 30 Minuten bei Raumtemperatur im Dunkeln inkubieren. Geben Sie nach 30 Minuten 150 Mikroliter Färbepuffer in jede Vertiefung und zentrifugieren Sie die Platte drei Minuten lang bei Raumtemperatur bei 350 mal g. Saugen Sie den Überstand vorsichtig an, ohne das Zellpellet zu stören, und resuspendieren Sie die Zellen in 200 Mikrolitern PBS. Die Zellen sind nun bereit für die durchflusszytometrische Analyse.

Um diese Gating-Strategie mit zwei Fluorochromen und sieben Markern zu beginnen, wählen Sie das Lymphozyten-Gate aus und erstellen Sie ein Punktdiagramm mit einem der beiden Fluorochrome, die in diesem Protokoll auf jeder Achse verwendet werden. Gate auf CD8-positiven T-Zellen, die als CD3- und CD8-Doppel-positive Zellen in der oberen rechten Ecke des Dot-Plots identifiziert werden. Schließen Sie die schwache CD8-Population aus, die möglicherweise NK-T-Zellen enthält. Gate auf CD4-positiven T-Zellen, identifiziert als die Population zwischen CD8-positiven T-Zellen und den CD3-einfach-positiven Populationen.

Gate auf gamma-delta T-Zellen, die als Zellen mit hohem CD3-Gehalt identifiziert werden. Unterteilen Sie gamma-delta T-Zellen in CD8-positive und CD8-negative. Gate auf NK-Zellen, identifiziert als die Population zwischen CD3-positiven und CD3-negativen Zellen. Unterteilen Sie die NK-Zellen in CD8-positive und CD8-negative Gate auf B-Zellen, die als CD3-negative, CD19-positive Population in der unteren rechten Ecke des Dot-Plots identifiziert werden.

Wählen Sie das Monozytengatter aus und erstellen Sie ein Punktdiagramm mit einem der beiden Fluorochrome, die in diesem Protokoll auf jeder Achse verwendet werden. Gate auf die CD3-negative, CD14-positive Population.

07:39

Isolierung von CD4+ T-Zellen und Analyse von zirkulierenden T-follikulären Helfer (cTfh) Zelle Teilmengen von peripheren Blut mittels 6-Farb Flow Cytometry

Ähnliche Videos

0 Aufrufe

09:41

Gewinnung menschlicher Mikroglia aus erwachsenem menschlichem Hirngewebe

Ähnliche Videos

0 Aufrufe

06:22

Standardisierung des Transfers zwischen Laboren zwischen Durchflusszytometern zum Nachweis von Lymphozyten bei mit japanischer Enzephalitis geimpften Kindern

Ähnliche Videos

0 Aufrufe

09:53

Automatisierte Microfluidic Blut Lysis-Protokoll zur Anreicherung von zirkulierenden Zellen mit Zellkern

Ähnliche Videos

0 Aufrufe

06:28

Eine einfache Durchflusszytometrischer Methode Glukoseaufnahme und Glukosetransporter-Expression für Monozytensubpopulationen in Vollblut zu messen

Ähnliche Videos

0 Aufrufe

09:12

Charakterisierung der menschliche Monocyte Teilmengen von Vollblut Flow Cytometry Analysis

Ähnliche Videos

0 Aufrufe

08:06

Ermittlung der regulatorischen T Zelle Teilmengen in murinen Thymus, Pankreas, Entwässerung, Lymphknoten und Milz mit Durchflusszytometrie

Ähnliche Videos

0 Aufrufe

10:58

Diskriminierung von sieben Immunzelle Teilmengen von zwei-Fluorochrom Flow Cytometry

Ähnliche Videos

0 Aufrufe

08:25

Durchflusszytometrische Charakterisierung der Entwicklung von Murinen B-Zellen

Ähnliche Videos

0 Aufrufe

08:21

Hochdimensionale Durchflusszytometrie zur Immunfunktionsanalyse von präpariertem Implantatgewebe

Ähnliche Videos

0 Aufrufe

Zuletzt aktualisiert: 15 August 2026