Verwendung von Bead-gestützten Lipiddoppelschichten zur Untersuchung der synaptischen Ausgabe von T-Zellen

0 Ansichten3:49 Min. • July 8th, 2025

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Nehmen wir zum Beispiel bead-gestützte Lipid-Doppelschichten oder BSLBs, Kieselsäurekügelchen, die mit Lipid-Doppelschichten beschichtet sind, die mit antigenen Peptid-MHC-Komplexen, Adhäsions- und co-stimulatorischen Molekülen konjugiert sind und als synthetische antigenpräsentierende Zellen wirken.

Inkubieren Sie mit T-Zellen.

TCRs binden an antigene Peptide auf BSLBs, die zusammen mit co-stimulatorischen Signalen eine Immunsynapse bilden, die T-Zellen aktiviert.

Diese Bindung löst intrazelluläre Signalkaskaden aus, die eine Aktin-Umlagerung induzieren und Mikrocluster an der Synapse bilden, die Adhäsions- und Signalmoleküle enthalten.

T-Zellen geben transsynaptische Vesikel ab, die mit TCRs, co-stimulatorischen Molekülen und lytischen Granulainhalten angereichert sind, in die Synapse und binden an BSLBs.

Kühlen Sie die Co-Kultur allmählich ab, um BSLBs von T-Zellen zu trennen.

Zentrifugieren und den Überstand verwerfen. Verwenden Sie einen proteinhaltigen Puffer, um die freien Bindungsstellen auf den Oberflächen zu blockieren.

Zentrifugieren und behandeln Sie BSLBs und T-Zellen mit Fluorophor-konjugierten Antikörpern, die an spezifische Signal- und Co-stimulatorische Moleküle binden.

Analysieren Sie mit Hilfe der Durchflusszytometrie Fluoreszenzsignale von BSLBs und T-Zellen, um die synaptische Ausgabe zu quantifizieren.

Resuspendieren Sie 500.000 BSLB pro Vertiefung in 200 Mikrolitern HBS/HSA-Puffer. Übertragen Sie 100 Mikroliter BSLB pro Vertiefung auf eine neue 96-Well-Platte mit U-Boden, um ein Duplikat zu erstellen, so dass die endgültige Menge an BSLB pro Vertiefung 250.000 beträgt. Schleudern Sie die BSLBs bei 300 mal g für zwei Minuten bei Raumtemperatur herunter. Entsorgen Sie den Überstand und resuspendieren Sie die BSLBs mit 100 Mikrolitern T-Zell-Suspension. Vorsichtig mischen, um die Bildung von Blasen zu vermeiden. Inkubieren Sie die Co-Kulturen für 90 Minuten bei 37 Grad Celsius.

Schützen Sie die Zellen vor Licht und kühlen Sie die Co-Kulturen ab, indem Sie sie zunächst mindestens 15 Minuten lang bei Raumtemperatur inkubieren. Die Co-Kulturen werden 5 Minuten lang bei Raumtemperatur bei 500-mal g zentrifugiert. Der Überstand wird verworfen und die Co-Kulturen werden in Calcium- und Magnesiumionen-freiem 2%igem BSA-PBS bei Raumtemperatur zum Blockieren wieder suspendiert. Legen Sie die Zellen für 45 Minuten auf Eis und schützen Sie sie vor Licht.

Bereiten Sie den Antikörper-Mastermix mit eiskaltem, 0,22 Mikrometer gefiltertem 2 % BSA und PBS als Färbepuffer vor. Dieser Mastermix sorgt für zusätzliches Blocking. Schleudern Sie die Co-Kulturen bei 500 mal g für 5 Minuten und 4 Grad Celsius herunter. Verwerfen Sie die Überstände und verwenden Sie dann eine Mehrkanalpipette, um die Zellen in dem bestehenden Mastermix mit optimierten Antikörperkonzentrationen zu resuspendieren.

Dazu gehören isotypmarkierte Zellen und BSLBs, fluoreszierende und nicht fluoreszierende BSLBs sowie Zellen und BSLBs, die allein gefärbt wurden. Mischen Sie vorsichtig, indem Sie die Hälfte des Volumens auf und ab pipettieren. 30 Minuten auf Eis inkubieren und vor Licht schützen. Waschen Sie die Zellen und BSLBs zweimal mit eiskaltem 2% BSA-PBS Schleudern Sie sie 5 Minuten lang bei 4 Grad Celsius bei 500 mal g herunter. Überprüfen Sie nach der Zentrifugation die am Boden der Vertiefungen sedimentierten Co-Kulturen. Dann die gewaschenen Co-Kulturen in 100 Mikrolitern PBS resuspendieren und sofort erwerben.

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Zuletzt aktualisiert: 15 August 2026