Ein Assay zur Untersuchung des Einflusses der Steifigkeit der extrazellulären Matrix auf bakterielle Infektionen

0 Ansichten4:10 Min. • July 8th, 2025

Nehmen Sie Vertiefungen mit Polyacrylamid-Hydrogelen unterschiedlicher Steifigkeit, die mit Kollagen überzogen sind und eine physiologische extrazelluläre Matrix oder EZM nachahmen.

Fügen Sie mikrovaskuläre Endothelzellen hinzu, die fokale Adhäsionen oder FAs bilden - Komplexe, die die Zell-EZM-Bindung vermitteln -, um die Steifigkeit des Hydrogels zu erfassen.

Steifere Hydrogele erhöhen die Expression von Vimentin, einer Komponente des Zytoskeletts, auf der Zelloberfläche im Vergleich zu weicheren Hydrogelen.

Fügen Sie Listeria monocytogenes-Bakterien hinzu, die so entwickelt wurden, dass sie ein fluoreszierendes Protein unter dem Promotor für das Aktin-Assemblierungs-induzierende Protein (ActA) exprimieren.

Zentrifugieren, um den bakteriellen Kontakt mit den Wirtszellen zu synchronisieren, und inkubieren.

Die Bakterien binden an Vimentin. Mehr Vimentin auf den steiferen, an Hydrogel gebundenen Wirtszellen führt zu mehr bakterieller Adhärenz und Endozytose.

Fügen Sie ein Antibiotikum hinzu, um nicht internalisierte Bakterien zu eliminieren.

Die internalisierten Bakterien scheiden Giftstoffe aus und reißen die Endosomenmembran auf. Das zytoplasmatische Entweichen aktiviert den ActA-Promotor, um das fluoreszierende Protein zu exprimieren und intrazelluläre Bakterien zu markieren.

Lösen Sie die Zellen enzymatisch ab. Weisen Sie mit Hilfe der Durchflusszytometrie eine höhere Fluoreszenz in Wirtszellen nach, die sich auf steiferen Hydrogelen befinden, was auf eine stärkere bakterielle Internalisierung hinweist.

Nach der Vorbereitung einer Übernachtkultur von L. monocytogenes gemäß dem Textprotokoll wird 1 Milliliter der Kultur in ein Mikrozentrifugenröhrchen überführt und bei 2.000 g und Raumtemperatur 4 Minuten lang geschleudert. Nachdem Sie das Pellet zweimal mit PBS in Gewebekulturqualität gewaschen haben, verwenden Sie 1 Milliliter PBS, um das Pellet zu resuspendieren.

Bereiten Sie die Infektionsmischung vor, indem Sie 10 oder 50 Mikroliter der Bakteriensuspension mit 1 Milliliter MCDB-131 Vollmedium kombinieren, um eine Vielzahl von Infektionen (MOI) von etwa 50 Bakterien pro Wirtszelle oder 10 Bakterien pro Wirtszelle zu erreichen. Entfernen Sie das Medium aus den Vertiefungen der 24-Well-Platten und achten Sie darauf, die Hydrogele oder die Zellen nicht zu beschädigen. Verwenden Sie 1 Milliliter MCDB-131 volles Medium, um die Zellen einmal zu waschen, und geben Sie dann 1 Milliliter der Bakterien in jede Vertiefung

.

Legen Sie den Deckel auf die Teller und wickeln Sie sie mit Polyethylenfolie ein, um ein Auslaufen zu vermeiden. Zentrifugieren Sie die Platten 10 Minuten lang bei 2.000 mal g, um die Invasion zu synchronisieren. Inkubieren Sie die Kulturen dann 30 Minuten lang bei 37 Grad Celsius. Waschen Sie die Proben mit dem vollen Medium MCDB-131 4 Mal und geben Sie sie in den Gewebekultur-Inkubator zurück. Ersetzen Sie das Medium nach weiteren 30 Minuten durch MCDB-131 Vollmedium, das mit 20 Mikrogramm pro Milliliter Gentamicin ergänzt wird.

Um die Durchflusszytometrie acht Stunden nach der Infektion durchzuführen, entfernen Sie das Medium aus den Vertiefungen der 24-Well-Platte und verwenden Sie die Gewebekultur PBS, um die Vertiefungen einmal zu waschen. Nach der Entfernung des PBS geben Sie 200 Mikroliter Trypsin-EDTA-Kollagenase-Mischung in jede Vertiefung. Stellen Sie die Schale für 10 Minuten in den Gewebekultur-Inkubator, um eine vollständige Ablösung der Zellen zu ermöglichen.

Nachdem Sie jede Vertiefung achtmal vorsichtig pipettiert haben, fügen Sie 200 Mikroliter Vollmedium hinzu, um das Trypsin zu neutralisieren. Übertragen Sie die 400 Mikroliter Zelllösung aus jeder Vertiefung in ein 5-Milliliter-Polystyrolröhrchen mit einer 35-Mikrometer-Zellsiebkappe. Analysieren Sie die Proben mittels Durchflusszytometrie.

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Zuletzt aktualisiert: 29 August 2026