Ein Festphasen-Adhärenz-Assay zur Beurteilung der Biofilmbildung

0 Ansichten4:07 Min. • July 8th, 2025

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Nehmen Sie eine Multi-Well-Platte mit flachem Boden mit Vertiefungen, die Bakterien in Wachstumsmedien oder Bakterien in Wachstumsmedien enthalten, die mit Gallensalz ergänzt sind.

Die Gallensalze induzieren Stress, verursachen Zellschäden und setzen DNA und Proteine frei. Diese Biomoleküle beschichten die Vertiefungsböden und ermöglichen es den überlebenden Bakterien, an der festen Oberfläche zu haften.

Die angehefteten Bakterien vermehren sich, bilden Mikrokolonien und produzieren Autoinduktoren – oder chemische Signalmoleküle, die die bakterielle Kommunikation ermöglichen.

Diese Kommunikation veranlasst Bakterien, sich anzusiedeln und die Produktion von extrazellulären polymeren Substanzen (EPS) zu initiieren, wodurch ein Biofilm entsteht.

Entfernen Sie nach der Inkubation das Medium, um frei schwebende Bakterien zu beseitigen.

Führen Sie eine kristallviolette Färbung ein, die mit dem Peptidoglycan der bakteriellen Zellwand interagiert und ihr eine violette Farbe verleiht.

Überschüssige Flecken entfernen und trocknen. Mit Ethanol überziehen, um Kristallviolett von der bakteriellen Zellwand zu lösen und die Farbe der Lösung zu ändern.

Eine intensivere Färbung in mit Gallensalz behandelten Vertiefungen als in unbehandelten Vertiefungen bestätigt die Biofilmbildung durch Festphasenadhärenz.

Beschriften Sie zunächst zwei 1,5-Milliliter-Röhrchen als TSB und TSB plus BS. Geben Sie dann 1 Milliliter TSB oder TSB plus BS in die jeweiligen Röhrchen.

Beimpfen Sie anschließend die Röhrchen mit 20 Mikrolitern Übernachtkultur in einer Verdünnung von 1:50. Geben Sie dann 130 Mikroliter ungeimpftes Kontrollmedium in jede der drei Vertiefungen in einer sterilen, klaren, mit Gewebekulturen behandelten 96-Well-Platte mit flachem Boden. Dies ist das leere Steuerelement.

Geben Sie 130 Mikroliter inokulierte Kultur in jede der drei Vertiefungen. Nachdem Sie die Kontrolle und die inokulierte Kultur in die jeweiligen Vertiefungen gegeben haben, inkubieren Sie die 96-Well-Platte für 4 bis 24 Stunden bei 37 Grad Celsius statisch. Sobald die Inkubation beendet ist, stellen Sie die Kontrollwelle auf dem Plattenleser auf den Blanko.

Aspirieren Sie anschließend das Kulturmedium aus jeder Vertiefung. Waschen Sie die Vertiefungen dann einmal vorsichtig mit 200 Mikrolitern sterilem PBS. Saugen Sie nach dem Waschen das PBS an und drehen Sie die Platte dann um, um sie etwa 20 Minuten lang zu trocknen.

Es ist sehr wichtig, auf eine schonende Entfernung des Mediums und eine schonende Reinigung zu achten, um sicherzustellen, dass die EPS-Matrix nicht gestört wird.

Geben Sie anschließend 150 Mikroliter 0,5 % Kristallviolett in jede der Versuchs- und Kontrollvertiefungen. Inkubieren Sie die Platte dann fünf Minuten lang bei Raumtemperatur. Waschen Sie die Vertiefungen nach fünf Minuten einmal mit 400 Mikrolitern destilliertem Wasser. Fügen Sie 200 Mikroliter destilliertes Wasser hinzu, um die Brunnen fünfmal zu waschen. Nach all den fünf Wäschen drehen Sie die Platte um und lassen Sie sie vollständig vor Licht geschützt trocknen.

Um konsistente Ergebnisse zu erhalten, ist es wichtig, dass die Proben vor dem Fortfahren gründlich getrocknet werden.

Nachdem die Platte vollständig getrocknet ist, verwenden Sie 200 Mikroliter 95%iges Ethanol, um die Vertiefungen zu entfärben. Lassen Sie die Platte dann 30 Minuten bei 4 Grad Celsius auf dem Shaker, um eine Verdunstung zu vermeiden. Zeichnen Sie nach 30 Minuten den OD540 auf dem Plattenleser auf.

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Zuletzt aktualisiert: 15 August 2026