Immuneinfang und Durchflusszytometrie extrazellulärer Vesikel zur antigenen Charakterisierung

0 Ansichten4:05 Min. • July 8th, 2025

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Beginnen Sie mit einer Röhre mit zellgebundenen membrangebundenen Partikeln, die als extrazelluläre Vesikel oder EVs bezeichnet werden und einzigartige antigene Zusammensetzungen aufweisen.

Einführung magnetischer Nanopartikel (MNPs), die Fängerantikörper enthalten, die mit fluoreszenzmarkierten Fab-Fragmenten konjugiert sind.

Inkubieren, um die Interaktion zwischen den MNPs mit spezifischen Antigenen von EVs zu erleichtern und MNP-EV-Komplexe zu bilden.

Fügen Sie Immunglobulin-G hinzu, um die Fc-Bindungsstellen zu blockieren, und führen Sie dann fluoreszenzmarkierte Nachweisantikörper ein, um andere Antigene auf den eingefangenen Partikeln zu färben.

Laden Sie diese Mischung auf eine vorgewaschene Magnetsäule, die in einem Magnetabscheider platziert ist.

Das Magnetfeld hält MNP-eingefangene Partikel in der Säule zurück. Tauschen Sie den Puffer aus, um ungebundene Antikörper zu entfernen.

Nehmen Sie die Säule aus dem Magnetabscheider, eluieren Sie MNP-eingefangene Partikel mit einem Puffer und fixieren Sie sie, um ihre strukturelle Integrität zu erhalten.

Analysieren Sie die immungefangenen Partikel mittels Durchflusszytometrie; unterschiedliche Fluoreszenzsignale von gefärbten Antigenen korrelieren mit einzigartigen antigenen Eigenschaften von EVs.

Beginnen Sie mit der Kombination von 60 Mikrolitern MNPs pro Bedingung und 5 Mikrolitern markierten Fab-Fragmenten, die spezifisch für den Isotyp des interessierenden Einfangantikörpers sind, in einem 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen. Die Lösung wird 30 Minuten lang bei Raumtemperatur unter kontinuierlichem Mischen inkubiert. Befeuchten Sie dann einen 100k-Konzentrator mit 300 Mikrolitern PBS und drehen Sie den Konzentrator in einer Mikrozentrifuge.

Am Ende der Zentrifugation reinigen Sie die markierten Komplexe auf einer 100-k-Säule, gefolgt von einer weiteren Zentrifugation, wobei das Pellet in 200 Mikrolitern frischem PBS resuspendiert wird. Um die interessierenden Partikel einzufangen, inkubieren Sie die mit Antikörpern markierten MNPs mit dem interessierenden Partikel für die entsprechende Inkubationszeit und Temperatur.

Blockieren Sie anschließend jede unspezifische FC-Bindung mit der entsprechenden Spezies von IgG-Antikörpern, wirbeln Sie die Partikellösung vorsichtig vor und inkubieren Sie die Partikellösung 3 bis 5 Minuten lang bei Raumtemperatur. Geben Sie dann die vom Hersteller empfohlene Konzentration jedes Nachweisantikörpers in die Partikel oder Isotyp-Kontrollantikörper in die Isotyp-Kontrollprobe für eine weitere 20-minütige Inkubation bei Raumtemperatur.

Um die MNP-eingefangenen Partikel vom ungebundenen Antikörper zu trennen, setzen Sie zunächst eine magnetische Trennsäule in einen Separatormagneten und befeuchten Sie die Säule mit 500 Mikrolitern Waschpuffer. Lassen Sie den Waschpuffer durch die Säule fließen. Geben Sie dann die MNP-Partikelkomplexe in die Säule und sammeln Sie den Durchfluss in einem Abfallbehälter.

Wenn die gesamte komplexe Lösung die Säule durchlaufen hat, waschen Sie die Säule dreimal mit 500 Mikrolitern Waschpuffer. Übertragen Sie dann die Säule in ein 12 x 75 Millimeter großes Rohr. Fügen Sie nach drei Minuten 200 Mikroliter PBS hinzu, damit die Kügelchen durch die Schwerkraft eluieren können.

Wenn das gesamte PBS die Säule passiert hat, geben Sie 200 Mikroliter frisches PBS in das Röhrchen und fixieren Sie die Partikel mit 200 Mikrolitern 4% Paraformaldehyd. Laden Sie als Nächstes 0,22 Mikrometer gefiltertes PBS auf ein Durchflusszytometer und passen Sie die PMT-Spannung am Zytometer an, bis das gefilterte PBS null bis sehr wenige Ereignisse anzeigt. Lassen Sie dann die MNP-aufgefangenen Partikel mit einem 0,04-Mikron-Inline-Filter für die Mantelflüssigkeit in Reihe hinter dem standardmäßigen 0,2-Mikron-Mantelfilter laufen, um Fehlereignisse weiter zu vermeiden.

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Fließen Sie durchflusszytometrischen Analyse der extrazellulären Vesikel aus Zelle konditioniertes Medien

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Zuletzt aktualisiert: 1 August 2026