$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Beginnen Sie mit der Zusammenstellung eines vorbehandelten Microarray-Assay-Objektträgers mit unterschiedlichen Spots, die proteinspezifische Capture-Antikörper für den Nachweis mehrerer Proteine enthalten.
Laden Sie die Verdünnungen des Proteinstandards und der vorverdünnten Serumproben in separate Vertiefungen. Diese Verdünnungen erzeugen eine Reihe von Proteinkonzentrationen für eine genaue Quantifizierung.
Inkubieren, um Protein-Antikörper-Wechselwirkungen zu erleichtern. Waschen Sie, um ungebundene Proteine zu entfernen, zerlegen und trocknen Sie den Objektträger.
Der Assay-Objektträger wird in einer Snap-Vorrichtung invertiert, die einen rehydrierten Transferobjektträger enthält, der mit proteinspezifischen biotinylierten Nachweisantikörpern an den gleichen Positionen wie der Assay-Objektträger versehen ist.
Schließen Sie das Gerät und drücken Sie, um die Dias übereinander zu schnippen. Dies erleichtert die Übertragung der Detektionsantikörper auf entsprechende Stellen auf dem Assay-Objektträger, wodurch die Kreuzreaktivität minimiert wird.
Trennen Sie die Objektträger, um die Wechselwirkung von Nachweisantikörpern mit gebundenen Proteinen zu ermöglichen, die Immunkomplexe bilden.
Setzen Sie den Assay-Objektträger wieder zusammen, spülen Sie ihn aus und führen Sie Fluorophor-konjugiertes Streptavidin ein, das mit biotinylierten Antikörpern interagiert.
Erkennen Sie mit einem Scanner Fluoreszenzflecken an verschiedenen Stellen, die auf mehrere Proteine in der Serumprobe hinweisen. Vergleichen Sie die Spot-Intensitäten mit dem Standard für die Proteinquantifizierung.
Um den Immunoassay zu starten, nehmen Sie den vorbereiteten Assay-Objektträger aus dem Gefrierschrank und lassen Sie ihn in seinem versiegelten Beutel 30 Minuten lang auf Raumtemperatur erwärmen. Sieben seriell verdünnte Lösungen von Proteinen in PBS mit 0,05 % Polysorbat-20 herstellen. Bereiten Sie entsprechend verdünnte Probenlösungen im selben Puffer vor.
Klemmen Sie eine 24-Well-Silikondichtung auf den Objektträger für den Raumtemperatur-Assay. Laden Sie die sieben Proteinverdünnungen in sieben der acht Vertiefungen in einer Säule. Laden Sie proteinfreies PBS mit 0,05 % Polysorbat-20 in die letzte Vertiefung dieser Säule. Laden Sie die Probenlösungen in die verbleibenden Vertiefungen.
Schütteln Sie die Dias bei 450 U/min für 1 Stunde bei Raumtemperatur oder bei 4 Grad Celsius über Nacht. Waschen Sie dann die Folie dreimal. Entfernen Sie die Dichtung und trocknen Sie den Schieber unter einem Strom von Stickstoffgas.
Lassen Sie anschließend den Nachweis-Antikörpertransfer-Objektträger 30 Minuten lang in seinem versiegelten Beutel auf Raumtemperatur erwärmen. Inkubieren Sie die Objektträger dann 20 Minuten lang in einer geschlossenen Kammer mit einer relativen Luftfeuchtigkeit von 60 %, um die Arrays zu rehydrieren. Verwenden Sie die Pogo-Stifte, um den Detektionstransferschieber mit der Vorderseite nach oben in der Schnappvorrichtung zu fixieren.
Legen Sie den Assay-Objektträger mit der bedruckten Seite nach unten auf die Pogo-Stifte und richten Sie den Objektträger an den geraden Stiften aus. Schließen Sie das Gerät und übertragen Sie die Nachweisantikörper mit einem Schnappschuss auf den Assay-Objektträger. Nehmen Sie die Objektträger aus dem Gerät und inkubieren Sie den Assay-Objektträger eine Stunde lang.
Klemmen Sie eine 24-Well-Silikondichtung an den Objektträger und waschen Sie den Objektträger dreimal. Laden Sie dann in jede Vertiefung 80 Mikroliter einer Lösung von 2,5 Mikrogramm pro Milliliter Streptavidinfluorophor in PBS. Schütteln Sie den Schieber 20 Minuten lang bei 450 U/min.
Waschen Sie den Objektträger dreimal mit einer 0,1%igen Lösung von Polysorbat-20 in PBS und einmal mit destilliertem Wasser. Entfernen Sie dann die Dichtung und trocknen Sie den Objektträger. Scannen Sie den Objektträger mit einem Fluoreszenzscanner und messen Sie die Spotintensitäten. Bestimmen Sie die Nachweisgrenzen und die Proteinkonzentrationen.