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Nehmen Sie gehacktes murines Lungengewebe in einen Verdauungspuffer und inkubieren Sie es bei physiologischer Temperatur.
Pufferenzyme brechen die Gewebematrix auf und lockern die Zellen auf.
Trituieren, um die Zellmasse zu dissoziieren, und filtrieren Sie die Suspension mit einem Sieb, um die einzelnen Zellen zu isolieren.
Zentrifugieren, um den Überstand mit Geweberesten zu entfernen. Inkubieren Sie die Zellen mit einem Lysepuffer, um die roten Blutkörperchen zu lysieren.
Zentrifugieren, um den Zelltrümmer, der den Überstand enthält, zu verwerfen. Resuspendieren Sie die Zellen und übertragen Sie sie auf eine Mikroplatte.
Fügen Sie Antikörper hinzu, um die Fc-Rezeptoren zu blockieren und Hintergrundfärbungen zu verhindern.
Einführung eines mit Fluorophoren markierten Antikörpercocktails, der auf spezifische Oberflächenmarker auf den angeborenen Immunzellen – Monozyten, Makrophagen, dendritischen Zellen, natürlichen Killerzellen, Neutrophilen, Eosinophilen und adaptiven Immunzellen – B- und T-Lymphozyten – abzielt.
Fixieren und permeabilisieren Sie die Zellen. Fügen Sie fluorophormarkierte Antikörper hinzu, die spezifisch für einen intrazellulären Marker auf Monozyten, Makrophagen, dendritischen Zellen und Eosinophilen sind.
Klassifizieren Sie die markierten Immunzellen mit Hilfe der Durchflusszytometrie.
Übertragen Sie die Lunge in eine Petrischale. Zerkleinern Sie es mit zwei feinen Skalpellen und geben Sie es dann in ein konisches 50-Milliliter-Röhrchen. Fügen Sie 5 Milliliter Verdauungspuffer hinzu, um die Platte zu waschen. Verschließen Sie den Deckel des Röhrchens und verdauen Sie die Lunge 30 Minuten lang auf einem Orbitalschüttler mit einer Geschwindigkeit von 150 Umdrehungen pro Minute bei 37 Grad Celsius. Stoppen Sie die Reaktion, indem Sie 10 Milliliter kalten BSA-Puffer hinzufügen.
Nach der Verdauung die Lungenstücke mit einer 18-Gauge-Nadel mischen und auflösen. Legen Sie ein 70-Mikrometer-Filtersieb auf ein neues konisches 50-Milliliter-Röhrchen und geben Sie das verdaute Lungengemisch in das Sieb.
Verwenden Sie die Gummiseite eines 10-Milliliter-Spritzenkolbens, um die restlichen Lungenteile auf dem Filter zu zerschlagen, und waschen Sie ihn mit BSA-Puffer. Die einzellige Suspension bei 350 g wird 8 Minuten lang bei 7 Grad Celsius zentrifugiert. Verwerfen Sie den Überstand und resuspendieren Sie die Zellen in 1 Milliliter ACK-Lysepuffer. Mischen Sie die Suspension mit einer 1-Milliliter-Pipette und inkubieren Sie sie 90 Sekunden lang bei Raumtemperatur.
Geben Sie 10 Milliliter kalten BSA-Puffer in das Reaktionsgemisch und zentrifugieren Sie es bei 350 g für 7 Minuten bei 4 Grad Celsius. Entsorgen Sie den Überstand. Resuspendieren Sie das Pellet in Färbepuffer und zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer. Resuspendieren Sie die Zellen in einer Konzentration von 5 Millionen Zellen pro Milliliter für die Oberflächenfärbung.
Übertragen Sie 1 Million Zellen in 200 Mikrolitern pro Vertiefung in eine 96-Well-Platte und zentrifugieren Sie die Platte bei 350 g für 7 Minuten bei 4 Grad Celsius. Bereiten Sie eine Durchflusszytometrie-Blocklösung vor, indem Sie den Anti-16/32-Antikörper in Färbepuffer verdünnen.
Resuspendieren Sie die Zellen in 50 Mikrolitern der Durchflusszytometrie-Blocklösung. Inkubieren Sie die Suspension 15 bis 20 Minuten lang bei 4 Grad Celsius oder auf Eis. Geben Sie dann 150 Mikroliter Färbepuffer auf die Platte und zentrifugieren Sie sie bei 350 g für 5 Minuten bei 4 Grad Celsius.
Bereiten Sie die Oberflächenantikörperlösung vor, indem Sie die Oberflächenantikörper in Färbepuffer verdünnen. Resuspendieren Sie die Zellen in 50 Mikrolitern der Oberflächenantikörperlösung und inkubieren Sie die Platte bei 4 Grad Celsius im Dunkeln. Waschen Sie dann die Zellen zweimal mit Färbepuffer.
Bereiten Sie den Fixierungs- und Permeabilisierungspuffer vor, indem Sie drei Teile Fixier- und Permeabilisierungsverdünnungsmittel und einen Teil Färbepuffer mischen. Resuspendieren Sie die Zellen in 50 Mikrolitern des vorbereiteten Puffers pro Vertiefung der 96-Well-Platte und inkubieren Sie sie 20 bis 25 Minuten lang bei 4 Grad Celsius im Dunkeln.
Verdünnen Sie den Permeabilisierungspuffer mit gereinigtem deionisiertem Wasser, um einen einmaligen Permeabilisierungspuffer herzustellen, und verwenden Sie ihn zum Waschen der Zellen. Bereiten Sie eine intrazelluläre Antikörperlösung vor, indem Sie sie mit 1 Milliliter Permeabilisierungspuffer verdünnen. Die Zellen werden in 50 Mikrolitern der verdünnten intrazellulären Antikörperlösung pro Vertiefung der 96-Well-Platte resuspendiert und 40 Minuten lang bei 4 Grad Celsius im Dunkeln inkubiert.
Waschen Sie die Zellen mit Permeabilisierungspuffer und dann mit Färbepuffer. Nach der letzten Wäsche resuspendieren Sie die Zellen in 200 Mikrolitern Färbepuffer. Erfassen Sie mindestens 1,5 Millionen Zellen pro Probe auf dem Durchflusszytometer.