$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Beginnen Sie mit einer Multiwell-Platte, die ein mit Wachstumsfaktoren angereichertes Wachstumsmedium enthält.
Eine einzellige Suspension von neuralen Stammzellen des Zebrafisches aussäen und inkubieren.
Zunächst verwerten die Stammzellen die Wachstumsfaktoren und vermehren sich.
Entfernen Sie Ablagerungen und fügen Sie das frische Medium hinzu, um die kontinuierliche Zellproliferation und spontane Aggregation zu fördern, um frei schwebende primäre Neurosphären zu bilden.
Übertragen Sie dann die Neurosphären in eine frische Vertiefung, die das Wachstumsmedium enthält.
Inkubieren Sie unter den gleichen Bedingungen, um eine fortschreitende Expansion der Neurosphären zu induzieren.
Pipettieren Sie wiederholt, um die Neurosphären mechanisch in kleine Cluster zu zerlegen.
Übertragen Sie sie anschließend auf eine gut beschichtete extrazelluläre Matrix, um ihre Haftung zu erleichtern.
Ersetzen Sie das Wachstumsmedium durch ein insulinhaltiges, wachstumsfaktorfreies Differenzierungsmedium.
Das Fehlen von Wachstumsfaktoren und das Vorhandensein von Insulin stimulieren die Zelldifferenzierung in Gliazellen und Neuronen mit neuronalen Projektionen.
Um sich auf die Neurosphärenbildung vorzubereiten, füllen Sie jede Vertiefung einer 24-Well-Platte mit 300 Mikrolitern frischem Z-Zustandsmedium. Geben Sie dann 200 Mikroliter der Zellsuspension in jede Vertiefung und säen Sie sie mit einer Dichte von etwa 500 Zellen pro Mikroliter aus. Anschließend inkubieren Sie die Platte bei 30 Grad Celsius in 5 % Kohlendioxid.
Betrachten Sie nach einem Tag Kultur die Zellen in der 24-Well-Platte unter einem Mikroskop. Erwarten Sie, dass in diesem Stadium einzellige Suspensionen beobachtet werden. Wenn sich in der Mitte einer Vertiefung Schmutz angesammelt hat, entfernen Sie ihn, indem Sie etwa 100 Mikroliter Medium herauspipettieren und diese Flüssigkeit durch Zugabe von 100 Mikrolitern frischem Z-Zustandsmedium ersetzen. Sobald alle Rückstände entfernt wurden, inkubieren Sie die Platte unter den zuvor beschriebenen Bedingungen.
Nach einem weiteren Kulturtag werden 250 Mikroliter Zellsuspension aus einer einzelnen Vertiefung in eine neue, leere Vertiefung überführt. Wiederholen Sie diesen Schritt für alle 24 Vertiefungen. Geben Sie dann 250 Mikroliter frisches Z-Medium in jede Vertiefung und homogenisieren Sie die Suspensionen durch vorsichtiges Auf- und Abpipettieren. Inkubieren Sie die Platten erneut unter den gleichen Bedingungen und wiederholen Sie diesen Expansionsvorgang nach einem weiteren Kulturtag. Erwarten Sie eine fortschreitende Zunahme der Größe der Neurosphären am dritten und vierten Tag dieses Zeitraums.
Um mit der Passage zu beginnen, entfernen Sie nach vier Tagen 250 Mikroliter Medium, aber keine Neurosphären aus jeder Vertiefung. Verwenden Sie dann eine 1-Milliliter-Pipette, um die Neurosphären im verbleibenden Mediumvolumen mechanisch zu dissoziieren. Fahren Sie fort, die Zellsuspension aus jeder dissoziierten Vertiefung zu poolen. Zählen Sie dann die Zellen mit einem Hämozytometer und verteilen Sie 250 Mikroliter Primärkulturüberstand mit 800 Zellen pro Mikroliter in jede Vertiefung einer neuen 24-Well-Platte. Fahren Sie fort, indem Sie 250 Mikroliter Z-bedingtes Medium in jede Vertiefung geben und dann die Platte wie zuvor beschrieben inkubieren.