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Beginnen Sie mit zyklischem Adenosinmonophosphat oder cAMP, einem Signalmolekül, das verschiedene zelluläre Funktionen reguliert. Fügen Sie cAMP zu einer Neuron-Makrophagen-Co-Kultur hinzu.
Die cAMP-Moleküle aus dem Medium und die Wachstumsfaktoren aus den Neuronen lösen die Aktivierung der Makrophagen aus.
Übertragen Sie den Einsatz mit aktivierten Makrophagen in eine andere Vertiefung, die ein Makrophagen-Kulturmedium enthält.
Hier geben die Makrophagen Zytokine und Chemokine an das Medium ab und bilden ein konditioniertes Medium oder CM.
Zentrifugieren Sie das CM, um die zellulären Bestandteile zu pelletieren.
Übertragen Sie den Überstand und den Filter, um die Zelltrümmer zu entfernen.
Fügen Sie das gesammelte CM zu einer neuronalen Kultur hinzu. Die Zytokine und Chemokine in den gesammelten CM fördern die Neuronenerweiterungen.
Fügen Sie gekühltes Paraformaldehyd hinzu, um die Zellen zu fixieren.
Fügen Sie einen Blockierungspuffer hinzu, um eine unspezifische Bindung von Antikörpern zu vermeiden. Waschen Sie, um den restlichen Puffer zu entfernen.
Wenden Sie primäre Antikörper an, die auf die Zytoskelettproteine der Neuronen abzielen. Waschen, um ungebundene Antikörper zu entfernen.
Fügen Sie rot-fluorophor-konjugierte Sekundärantikörper hinzu, die an die primären Antikörper binden. Waschen, um ungebundene Antikörper zu entfernen.
Visualisieren Sie mit Hilfe der Fluoreszenzmikroskopie die rot gefärbten Neuronen mit Fortsätzen.
Vier Stunden nachdem die Neuronenmakrophagen co-kultiviert wurden, fügen Sie 2 Mikroliter 100 mikromolare db-cAMP-Lösung zu den Neuron-Makrophagen-Cokulturen hinzu. Füllen Sie nach 24 Stunden eine leere Vertiefung mit 1 Milliliter Makrophagen-Kulturmedium in dieselbe 6-Well-Platte.
Übertragen Sie den Zellkultureinsatz in der Neuronen-Makrophagen-Co-Kultur in die leere Vertiefung mit Makrophagen-Kulturmedium. Nach 72 Stunden zentrifugieren Sie das Makrophagen-konditionierte Medium bei 239 g für fünf Minuten, um die zellulären Bestandteile zu entfernen. Führen Sie den Überstand durch einen 0,2-Mikrometer-Filter, um alle verbleibenden Zelltrümmer zu entfernen.
Bei diesem Verfahren wird ein 8-Well-Kammerobjektträger mit Poly-D-Lysin und Laminin vorbeschichtet. Dann erhalten Sie die assoziierten adulten DRG-Neuronen in neurobasalem Medium, ergänzt mit B 27. Platte 5 x 104 Zellen pro Well auf einen vorbeschichteten 8-Well-Kammerobjektträger.
Legen Sie dann den Objektträger der Kammer für zwei Stunden in einen 37 Grad Celsius heißen Inkubator, damit sich die Zellen am Boden befestigen können. Ersetzen Sie dann das Kulturmedium durch ein aufgetautes konditioniertes Medium, das auf 37 Grad Celsius vorgewärmt wird. Entfernen Sie 15 Stunden nach der ersten Beschichtung das Medium und waschen Sie die Zellen einmal mit PBS.
Geben Sie dann 200 Mikroliter eiskalte 4%ige Paraformaldehydlösung in die Vertiefungen und inkubieren Sie die Zellen 20 Minuten lang bei 4 Grad Celsius mit der Paraformaldehydlösung. Anschließend werden die fixierten Zellen mit einer primären Antikörperlösung, verdünnt mit 10 % normalem Ziegenserum, vier Stunden lang bei Raumtemperatur oder über Nacht bei 4 Grad Celsius inkubiert. Nehmen Sie anschließend Bilder mit einem Fluoreszenzmikroskop auf, um das Wachstum von Neuriten sichtbar zu machen.