JoVE-Enzyklopädie der Experimente
Neurowissenschaften
0 Aufrufe • 3:06 Min. • July 8th, 2025
Beginnen Sie damit, neuronale Zellen in ein geeignetes Medium in einer Kulturschale zu geben.
Fügen Sie fluoreszierende magnetische Nanopartikel oder MNPs hinzu, die einen magnetischen Kern enthalten, der mit einem Fluoreszenzfarbstoff markiert ist.
Während der Inkubation nimmt die Zelle das MNP durch Endozytose auf und wird magnetisiert.
Legen Sie ein sauberes, magnetisiertes, gemustertes Substrat in eine Kulturschale. Dieses Glassubstrat hat eingebettete geometrische Muster mit magnetischen Eigenschaften.
Sterilisieren Sie das Substrat, indem Sie es ultraviolettem Licht aussetzen.
Beschichten Sie das Substrat mit Kollagen, um die Zellanhaftung zu fördern.
Geben Sie die MNP-geladenen Zellen auf das Substrat und inkubieren Sie.
Das äußere Magnetfeld des Substrats zieht die MNP-geladenen Zellen an und ermöglicht so deren Anheftung.
Geben Sie in regelmäßigen Abständen ein Medium hinzu, das einen bestimmten Wachstumsfaktor enthält.
Der Wachstumsfaktor unterstützt die Zellen bei der Bildung von Fortsätzen, während das magnetische Muster des Substrats die Ausrichtung dieser Fortsätze steuert.
Säen Sie 1 Million Zellen in einer normalen, unbeschichteten 35-Millimeter-Schale. Geben Sie das berechnete Volumen der MNP-Suspension und des Differenzierungsmediums in die Schale, um die gewünschte MNP-Konzentration zu erreichen. Mischen Sie die Zellen, MNPs und das Differenzierungsmedium und inkubieren Sie die Schale dann 24 Stunden lang in einem mit 5 % Kohlendioxid befeuchteten Inkubator bei 37 Grad Celsius.
Reinigen Sie das gemusterte Substrat mit 70 % Ethanol und legen Sie es in eine 35-Millimeter-Kulturschale in der Haube. Platzieren Sie einen großen Magneten eine Minute lang unter dem gemusterten Substrat und entfernen Sie ihn dann, indem Sie die Schale nach oben und weg bewegen und den Magneten aus der Haube nehmen. Schalten Sie das ultraviolette Licht für 15 Minuten ein.
Um ein kollagenbeschichtetes Glassubstrat herzustellen, verdünnen Sie Kollagen Typ I im Verhältnis 1 zu 50 in 30 % Ethanol. Bedecke das Glas mit der Lösung. Lassen Sie die Schüssel vier Stunden lang unbedeckt in der Haube, bis die gesamte Lösung verdampft ist. Waschen Sie es dann dreimal in sterilem PBS. Entnehmen Sie die Zellen aus dem Inkubator. Die Zellsuspension wird 5 Minuten lang bei 200 g zentrifugiert und der Überstand verworfen. Resuspendieren Sie die Zellen in 1 Milliliter frischem Differenzierungsmedium und zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer.
Säen Sie 105 Zellen auf das Substrat in einer 35-Millimeter-Kulturschale und fügen Sie 2 Milliliter Differenzierungsmedium hinzu. Inkubieren Sie die Kultur in einem mit 5 % Kohlendioxid befeuchteten Inkubator bei 37 Grad Celsius. Nach 24 Stunden geben Sie 1 bis 100 frische murine beta-NGF in die Zellen. Erneuern Sie das Differenzierungsmedium und fügen Sie alle zwei Tage frisches Beta-NGF hinzu.