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Man nehme Kolonien von humanen embryonalen Stammzellen (hESCs), die auf einer Stützmatrix kultiviert werden.
Aspirieren Sie das Medium und fügen Sie Enzyme hinzu, die die Matrix abbauen.
Waschen, um die Enzyme zu entfernen. Fügen Sie dann ein Medium und eine Pipette hinzu, um die gelösten Kolonien zu lösen und sie in kleinere Cluster zu zerlegen.
Übertragen Sie die Cluster in ein frisches Medium und inkubieren Sie, so dass die Cluster kugelförmige Aggregate bilden können.
Lassen Sie die Kugeln sich absetzen und entfernen Sie alle abgestorbenen Zellen.
Inkubieren Sie mit einem Medium, das den basischen Fibroblasten-Wachstumsfaktor (bFGF) für die Zellproliferation enthält.
Füllen Sie mit Medien auf, die allmählich abnehmende bFGF-Konzentrationen enthalten, um die Zelldifferenzierung zu erleichtern.
Einführung eines neuronalen Induktionsmediums, das die hES-Differenzierung in neuronale Stammzellen oder NSCs fördert und die Kugeln in Organoide mit einer neuronalen Rosetten-ähnlichen Struktur verwandelt.
Fügen Sie Antibiotika hinzu, um das Wachstum kontaminierender Mikroben während längerer Kulturen zu verhindern.
Die NSCs differenzieren sich in Neuronen und Gliazellen und entwickeln die Organoide nach und nach zu einer komplexen Struktur, die einer Hirnrinde ähnelt.
Verdünnen Sie die Protease-Stammlösung auf eine Arbeitskonzentration, indem Sie 1 Milliliter der Stammlösung zu 5 Millilitern DMEM- oder F12-Medium für jede 6-Well-Platte mit hES-Zellen hinzufügen. Aspirieren und entfernen Sie das Zellkulturmedium und bedecken Sie dann die hES-Zellen mit der Proteaselösung. Legen Sie die Platten für 10 bis 15 Minuten in den Inkubator oder bis sich die Ränder der Völker aufrunden und sich von der Matrix zu lösen beginnen, aber bevor sie sich vollständig aufrunden.
Kippen Sie die Platte, aspirieren Sie die Proteaselösung und waschen Sie die Zellen dreimal vorsichtig mit 2 Millilitern DMEM oder F12 pro Well. Achte darauf, dass die Kolonien an der Matrix haften.
Daher ist es wichtig, dass die SL-Teile die richtige Größe haben. Stellen Sie also sicher, dass sie für die entsprechende Zeit nicht verfügbar sind. Wenn sie zu kurz drin sind, kann es sehr schwierig sein, sie abzuspülen und auseinander zu brechen. Und wenn sie zu lange drin sind, können sie sich während der Waschschritte einfach lösen.
Geben Sie etwa 1 bis 1,5 Milliliter frisches mTESR-Medium in jede Vertiefung zurück und spülen Sie die Zellen der Platte durch vorsichtiges Pipettieren in ein konisches 50-Milliliter-Röhrchen, aspirieren und dispensieren Sie die hES-Zellen in der Platte, bis sie etwa 1/30 ihrer ursprünglichen Größe erreichen. Jetzt ähneln die Koloniecluster 250 bis 350 Mikrometer großen Stücken.
Die Zellen werden in einen einzigen T75-Kolben mit extrem geringer Bindung überführt, der Milliliter mTESR-Medium ohne bFGF enthält. Am nächsten Tag kippen Sie den Kolben so, dass sich die lebenden Zellen in der Ecke sammeln. Wenn eine große Anzahl von Zellen am Boden des Kolbens haftet, verwenden Sie eine 10-Milliliter-Pipette, um die Zellen in einen neuen Kolben zu übertragen.
Rechnen Sie in den ersten Tagen mit einer hohen Population abgestorbener Zellen. Sobald sich die Zellen abgesetzt haben, aspirieren Sie das Medium und die toten Zellen, so dass etwa 10 Milliliter des Mediums die lebenden Zellen enthalten, und fügen Sie 20 Milliliter Medium mit niedrigem bFGF-Gehalt hinzu, ergänzt mit 30 Nanogramm pro Milliliter bFGF. Überprüfen Sie nach zwei Tagen die Zellen. Die meisten Zellen sollten gesund und hell aussehen.
Wenn jedoch mehr als ein Drittel der Zellen dunkel erscheinen, kippen Sie den Kolben und ersetzen Sie 20 Milliliter des Mediums durch 20 Milliliter des Mediums mit niedrigem bFGF-Gehalt, das mit 20 Nanogramm pro Milliliter bFGF ergänzt wird. Entfernen Sie an Tag 3 die Hälfte des Mediums und ersetzen Sie es durch 15 Milliliter HSC-Medium, ergänzt mit 10 Nanogramm pro Milliliter bFGF.
Ersetzen Sie an Tag 5 die Hälfte des Mediums durch 50 Milliliter neuronales Induktionsmedium. Ersetzen Sie danach jeden zweiten Tag die Hälfte des Mediums durch neuronale Induktionsmedien. Nach drei Wochen in Kultur geben Sie 100x Penicillin-Streptomycin in einer Endkonzentration von 1x in das Medium, falls gewünscht. Aktualisieren Sie die Hälfte der Medien jeden zweiten Tag.