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Entnehmen Sie perfundierte adulte Maus-Hippocampi-Fragmente in einem Dissoziationsröhrchen, das Papain und DNase enthält.
Legen Sie das Rohr auf einen mechanischen Dissoziator.
Der Dissoziator zersetzt mechanisch das Gewebe und lockert Zellen, einschließlich Neuronen und Gliazellen.
Papain bricht die extrazelluläre Matrix des Gewebes ab und setzt Zellen frei. DNase baut kontaminierende DNA ab.
Fügen Sie BSA-haltigen Puffer hinzu, der die Enzyme inaktiviert.
Führen Sie die Suspension durch ein Sieb, um große Rückstände zu entfernen.
Das Filtrat zentrifugieren. Entsorgen Sie den enzymreichen Überstand.
Resuspendieren Sie die Zellen in Puffer und überführen Sie sie in ein frisches Röhrchen.
Fügen Sie Dichtegradientenmedien hinzu, mischen Sie sie und überlagern Sie die Mischung mit Puffer.
Während der Zentrifugation bilden Zellen und Trümmer je nach Dichte getrennte Schichten.
Entfernen Sie die oberste Pufferschicht und die mittlere Schmutzschicht.
Fügen Sie der unteren Schicht, die die Zellen enthält, Puffer hinzu und mischen Sie. Der Überstand mit dem Dichtegradientenmedium wird zentrifugiert und verworfen.
Suspendieren Sie die Hippocampuszellen für die weitere Analyse in Puffer
.
Übertragen Sie die Hippocampus-Gewebestücke mit einer Pinzette in ein C-Röhrchen und geben Sie 30 Mikroliter Enzymmischung 2 in das Röhrchen. Nachdem Sie die Kappe gedreht und festgezogen haben, bis sie einrastet, legen Sie das Röhrchen in einen Dissoziator und führen Sie das entsprechende Programm aus. Während das Programm läuft, befeuchten Sie ein 70-Mikron-Zellsieb, das auf einem konischen 50-Milliliter-Röhrchen platziert ist, mit 2 Millilitern BSA-Puffer
.
Nachdem das Dissoziationsprogramm abgeschlossen ist, fügen Sie dem dissoziierten Gewebe 4 Milliliter BSA-Puffer hinzu und filtrieren Sie die Mischung durch das Zellsieb auf dem konischen 50-Milliliter-Röhrchen. Geben Sie als Nächstes 10 Milliliter DPBS in das C-Rohr. Schließen Sie dann das Röhrchen, schwenken Sie die Lösung vorsichtig und filtrieren Sie sie durch das Zellsieb auf dem konischen 50-Milliliter-Röhrchen. Zentrifugieren Sie die gefilterte Zellsuspension. Entsorgen Sie den Überstand, ohne das Pellet zu stören, und lagern Sie das Pellet.
Um Schmutz zu entfernen, resuspendieren Sie das Pellet mit 1.550 Mikrolitern kaltem DPBS und geben Sie die Suspension in ein beschriftetes konisches 15-Milliliter-Rohr. Fügen Sie dann 450 Mikroliter kalte Schmutzentfernungslösung hinzu und pipettieren Sie auf und ab. Überlagern Sie die Zellsuspension vorsichtig mit 1 Milliliter kaltem DPBS und halten Sie die Spitze an der Wand des konischen Rohrs. Wiederholen Sie den Vorgang, bis die Gesamtüberlagerung 2 Milliliter beträgt.
Als nächstes zentrifugieren Sie die Federung 10 Minuten lang bei 3.000 mal g bei voller Beschleunigung und voller Bremse. Saugen Sie die oberste Schicht an. Streichen Sie dann mit der Pipettenspitze hin und her, um die weiße mittlere Schicht abzusaugen. Entfernen Sie so viel wie möglich von der mittleren Schicht, ohne die unterste Schicht zu stören. Fügen Sie als Nächstes 2 Milliliter kaltes DPBS hinzu und pipettieren Sie zum Mischen auf und ab. Dann zentrifugieren Sie die Federung 10 Minuten lang bei 1.000 mal g bei voller Beschleunigung und voller Bremse. Nach dem Zentrifugieren den Überstand verwerfen und das Pellet in 1 Milliliter BSA-Puffer resuspendieren.