Vorbereitung eines mikrostrukturierten Substrats zur Untersuchung von Schwann-Zell-Phänotypen

0 Ansichten3:38 Min. • July 8th, 2025

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Nehmen Sie einen Siliziumwafer mit Mikromustern der gewünschten Geometrie, um Zellen in einer definierten Form zu züchten.

Gießen Sie eine Polymermischung darauf und lassen Sie es sich verfestigen.

Schneide einen quadratischen Stempel aus dem Polymer aus.

Beschichten Sie die gemusterte Oberfläche des Stempels mit einer Proteinschicht, die die Zellanhaftung erleichtert.

Entfernen Sie mit einem Luftstrom ungebundene Proteine.

Nehmen Sie ein polymerbeschichtetes Deckglas.

Lege die gemusterte Seite des Stempels darauf.

Drücken Sie auf den Stempel, um das Muster zu übertragen. Entfernen Sie den Stempel.

Übertragen Sie das Deckglas in eine Vertiefung, die ein Tensid enthält, um die blanken Oberflächen zu beschichten. Dies erhöht die Hydrophobie der Oberfläche und verhindert unerwünschte Zelladhäsionen.

Entfernen Sie das Tensid und waschen Sie es mit einem Phosphatpuffer.

Fügen Sie die Schwann-Zellen hinzu und lassen Sie sie sich an das Mikromuster anheften.

Mit einem Puffer waschen, um nicht anhaftende Zellen zu entfernen.

Kulturmedium hinzufügen und inkubieren.

Während die Zellen entlang der Oberfläche wachsen, nehmen sie die Form des Mikromusters an, was eine Untersuchung des Phänotyps der Schwann-Zellen ermöglicht.

Um ein mikrostrukturiertes Substrat herzustellen, platzieren Sie einen strukturierten Siliziumwafer in einer kreisförmigen Petrischale mit einem Durchmesser von 150 Millimetern und einer Höhe von 15 Millimetern und gießen Sie entgastes PDMS auf den Wafer. Das PDMS über Nacht in einem Ofen bei 60 Grad Celsius festhärten. Lassen Sie das PDMS auf Raumtemperatur abkühlen und schneiden Sie dann mit einem chirurgischen Skalpell Stempel von 30 x 30 Millimeter großen Quadraten mit den richtigen Mustern, wobei Sie darauf achten, den Silikonwafer nicht zu beschädigen. Sterilisieren Sie die PDMS-Stempel und abstimmbaren Deckgläser, indem Sie sie 30 Minuten lang in 70%iges Ethanol tauchen.

Um die Wirksamkeit des Mikromusters zu bestätigen, trocknen Sie die Oberfläche der PDMS-Stempel mit einem gefilterten Luftstrom und pipettieren Sie 50 Mikrogramm pro Milliliter BSA-Lösung, um die gesamte gemusterte Seite des Stempels zu bedecken. Inkubieren Sie die Stempel 1 Stunde lang bei Raumtemperatur, um eine Proteinadsorption zu ermöglichen, und trocknen Sie die Stempel dann an der Luft, um die BSA-Lösung zu entfernen. Verwenden Sie den gefilterten Luftstrom, um die Oberfläche der abstimmbaren Deckgläser zu trocknen.

Bringen Sie die gemusterte Seite des Stempels in konformen Kontakt mit dem abstimmbaren Deckglas, um eine BSA-Absorption auf der Deckglasoberfläche zu ermöglichen, und drücken Sie den Stempel vorsichtig 5 Minuten lang gegen das Deckglas. Untersuchen Sie das Mikromuster mit einem Fluoreszenzmikroskop mit einem FITC-Filter. Um zelladhäsive Bereiche anstelle von Fluoreszenzmustern zu drucken, ersetzen Sie das BSA-Protein durch Laminin.

Entfernen Sie die Stempel von den Deckgläsern und übertragen Sie die Deckgläser in eine sterilisierte 6-Well-Platte. Geben Sie 2 Milliliter 0,2%ige Pluronic F127-Lösung in jede Vertiefung, um die Oberfläche des Deckglases zu bedecken, und inkubieren Sie die Platte 1 Stunde lang bei Raumtemperatur. Aspirieren Sie die F127-Lösung und waschen Sie die Deckgläser 5 Mal mit PBS, einmal mit dem Zellkulturmedium, dann säen Sie die Schwann-Zellen mit einer Aussaatdichte von 1.000 Zellen pro Quadratzentimeter aus. Entfernen Sie 45 Minuten nach der Zellaussaat das Zellkulturmedium und waschen Sie die Deckgläser zweimal mit PBS, um zu verhindern, dass mehrere Zellen am selben Muster haften. Halten Sie die Zellen vor der Quantifizierung 48 Stunden lang in der gewünschten Zellkulturumgebung.

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Zuletzt aktualisiert: 15 August 2026