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Nehmen Sie eine Mikrotiterplatte, die eine adhärente Kultur von embryonalen Fibroblasten (MEFs) der Maus in einem Medium enthält.
Die adhärenten MEFs fungieren als Feeder-Schicht und bieten eine unterstützende Zellkultur-Mikroumgebung.
Entfernen Sie das Medium und geben Sie humane induzierte pluripotente Stammzellen (hiPSCs) in ein hiPSC-Medium, das mit kleinen Molekülen ergänzt ist, die das Überleben der Zellen verbessern.
Inkubieren, damit die hiPS-Zellen an der Feeder-Schicht haften können, die Wachstumsfaktoren sezerniert, die die Proliferation von hiPS-Zellen erleichtern.
Entfernen Sie das Medium und fügen Sie eine Enzymlösung hinzu, um die Zellen zu lösen. Übertragen Sie die Zellen und zentrifugieren Sie sie, entfernen Sie dann den Überstand und resuspendieren Sie sie im hiPSC-Medium.
Übertragen Sie die Zellen auf eine mit Biopolymer beschichtete Platte. Inkubieren, damit die MEFs haften können.
Übertragen Sie die suspendierten hiPS-Zellen auf eine Mikroplatte mit V-Boden. Zentrifugieren Sie die Zellen und inkubieren Sie sie, um die Bildung von Zellaggregaten zu induzieren.
Mit einem Differenzierungsmedium auffüllen. Die Nährstoffe des Mediums und die Zell-Zell-Wechselwirkungen innerhalb des Aggregats erleichtern die Differenzierung von hiPSCs in neurale Vorläuferzellen.
Beginnen Sie für dieses Protokoll mit der Einrichtung von Feeder-Zellen. Um diese Kultur zu etablieren, werden 600.000 Feeder-Zellen in jede Vertiefung einer Sechs-Well-Platte mit 300 Millilitern Medium pro Vertiefung plattiert. Nachdem Sie die Feederzellen 48 Stunden lang kultiviert haben, tauschen Sie das Medium aus und inkubieren Sie die Platten eine Stunde lang, während Sie die Stammzellen vorbereiten.
Tauen Sie die Stammzellen in einem 37 Grad heißen Wasserbad auf. Nach dem Auftauen werden die Zellen in ein konisches 15-Milliliter-Röhrchen überführt und das Röhrchen auf 5 Milliliter mit Nährmedium gefüllt, das tropfenweise hinzugefügt wird. Zentrifugieren Sie die Zellen anschließend vier Minuten lang vorsichtig. Aspirieren Sie den Überstand und resuspendieren Sie das Pellet vorsichtig in 1 Milliliter Stammzellmedium mit ROCK-Inhibitor.
Nach der Quantifizierung der Zelldichte werden 300.000 Stammzellen auf die Feeder-Zellen aufgebracht. Züchten und erweitern Sie dann die Kulturen und selektieren Sie in regelmäßigen Abständen nach gesunden Zellen. Nach der Expansion und dem Einfrieren der Zellen für die Sicherung züchten Sie die Kolonien der Stammzellen auf Standardplatten, bis sie eine Konfluenz von 50 % bis 70 % erreichen.
Verwenden Sie dann eine milde enzymatische Behandlung und eine sanfte Titration mit einer 1-Milliliter-Pipettenspitze, um die HIPSCs für die Differenzierung der neuralen Vorläuferzellen zu gewinnen. Zentrifugieren Sie die Suspension vorsichtig, saugen Sie den Überstand an und resuspendieren Sie das Pellet in 5 Millilitern humanem iPSC-Medium. Übertragen Sie dann die Zellsuspension in eine mit 0,1 % Gelatine beschichtete 5-Zentimeter-Zellkulturschale und inkubieren Sie die Platte eine Stunde lang.
Nach einer Stunde werden die nicht anhaftenden Zellen in ein 15-Milliliter-Zentrifugenröhrchen überführt. Spülen Sie dann die Platte vorsichtig mit 3 Millilitern Medium ab und geben Sie sie in dieselbe Tube. Wiederholen Sie anschließend den Resuspensionsschritt mit sanfter Zentrifugation.
Bestimmen Sie dann die Zelldichte und plättieren Sie die Zellen in eine 96-Well-V-Bodenplatte mit geringer Adhäsion bei 9.000 Zellen pro Well. Drehen Sie nun die Platte drei Minuten lang und beginnen Sie mit der Kultivierung der Zellen. Ersetzen Sie in den nächsten 14 Tagen jeden zweiten Tag die Hälfte des Mediums durch frisches, differenzierendes Medium.