JoVE Encyclopedia of Experiments
Neurowissenschaften
0 Ansichten • 4:49 Min. • July 8th, 2025
Beginnen Sie mit einer betäubten, genetisch veränderten Maus, deren Kopf in einem Kopfhalteadapter gesichert ist.
Das Gehirn der Maus exprimiert ein fluoreszierendes Protein, das den Nachweis neuronaler Aktivitäten ermöglicht.
Rasieren und sterilisieren Sie die Kopfhaut nacheinander, bevor Sie sie aufschneiden.
Entfernen Sie das Bindegewebe, um den Schädel freizulegen.
Markieren Sie die Zielbereiche und tragen Sie eine Schicht Kleber auf.
Verwende einen Mikrobohrer, um den Schädel an der markierten Stelle auszudünnen.
Entferne das Stück des Schädels, um das Gehirn freizulegen.
Tragen Sie künstliche Zerebrospinalflüssigkeit auf, um das Gehirn feucht zu halten.
Installieren Sie ein optisches Fenster in dem Bereich und versiegeln Sie es mit Klebstoff, der eine Basis für die Zementbefestigung bildet.
Tragen Sie schwarzen Zahnzement auf, um das Licht zu blockieren.
Wiederholen Sie den Vorgang auf der anderen Seite des Schädels.
Lassen Sie das Tier sich erholen.
Um die neuronale Aktivität abzubilden, legen Sie die gesicherte anästhesierte Maus unter das Mikroskop und nehmen Sie Bilder auf.
Bestätigen Sie eine mangelnde Reaktion auf das Zehenkneifen bei einer betäubten 20 bis 25 Gramm schweren, 1 1/2 bis 2 und 1/2 Monat alten Thy1-GCaMP6s-Maus und tragen Sie Salbe auf die Augen des Tieres auf. Stellen Sie die Maus auf ein Heizkissen, das mit einem sterilen Tuch bedeckt ist, und verwenden Sie einen Kopfhalteadapter für Mäuse, um den Kopf zu stabilisieren. Rasieren Sie den größten Teil der Kopfhaut mit einem zweischneidigen Rasierer und reinigen Sie die freiliegende Haut mit nacheinander sterilen Alkoholvorbereitungspads und Povidon-Jodlösungs-Peelings. Machen Sie dann mit einer Schere einen rechteckigen Schnitt von 2 x 3 Millimetern in die Kopfhaut.
Schieben Sie die Haut mit einem Wattestäbchen zur Seite, um einen Expositionsbereich von mehr als 3 Millimetern Durchmesser zu schaffen, und entfernen Sie mit einer stumpfen mikrochirurgischen Klinge vorsichtig das am Schädel haftende Bindegewebe. Markieren Sie mit einem Zahnbohrer vorsichtig einen Kreis mit einem Durchmesser von 3 Millimetern um den Bereich S1. Nachdem Sie einen ähnlichen Kreis auf der linken Seite des Schädels gemacht haben, tragen Sie eine dünne Schicht Cyanacrylat-Sekundenkleber auf beide Seiten des Knochens auf, um eine Basis für das Auftragen von Zahnzement zu schaffen.
Verwenden Sie unter einem Präpariermikroskop einen Hochgeschwindigkeits-Mikrobohrer, um eine kreisförmige Rille in der rechten Seite des Schädels um den S1-Bereich herum zu verdünnen, um eine glatte Kante zu erzeugen, und saugen Sie die Knochentrümmer bei Bedarf mit einem Vakuum ab. Nachdem eine Knochentiefe von ca. 2/3 erreicht wurde, dünnen Sie das verbleibende Drittel des Knochens langsam und vorsichtig aus, bis ein kreisförmiger Knochenlappen vollständig vom umgebenden Schädel befreit ist. Mit einer Pinzette # 5/45 langsam und vorsichtig das kreisförmige Knochenstück entfernen, um die Dura freizulegen, wobei darauf zu achten ist, dass die Pialgefäße nicht beschädigt werden.
Nachdem Sie auf die gleiche Weise einen Knochenlappen von der linken Schädelseite entfernt haben, spülen Sie das optische Fenster für die rechte Schädelseite mit steriler Kochsalzlösung und prüfen Sie unter einem Stereomikroskop auf Unvollkommenheiten. Platzieren Sie das optische Fenster über der Kraniotomieregion, wobei der obere Teil des Fensters auf dem Schädel und der untere Teil innerhalb der kraniotomisierten Öffnung auf der Dura in Gegenwart von zerebraler Rückenmarksflüssigkeit ruht. Verwende den Cyanacrylat-Sekundenkleber, um den oberen Teil der optischen Fensterkante mit dem Schädel zu versiegeln.
Wenn der Kleber getrocknet ist, tragen Sie schwarzen Zahnzement auf den Rand des Glases, den Rest der rechten Seite des freiliegenden Schädels und die Wundränder auf, um das Licht zu blockieren. Installieren Sie dann das linke optische Fenster und lassen Sie das Tier unter Überwachung bis zum vollständigen Liegen genesen. 7 bis 10 Tage nach dem Eingriff legen Sie das betäubte Tier in den Kopfhalteadapter auf einem Heizkissen unter ein Zwei-Photonen-Mikroskop und achten Sie darauf, dass das optische Fenster und die rechte Seite des Schädels senkrecht zur optischen Achse des Mikroskops ausgerichtet sind.
Erfassen Sie ein erstes Referenzkartenbild des Schädelfensters mit Hellfeldbeleuchtung bei 4-facher Vergrößerung. Nachdem Sie mehrere Bilder desselben interessierenden Bereichs aufgenommen haben, bilden Sie die Kalziumdynamik im S1-Bereich in der linken Hemisphäre ab und berechnen Sie die Änderungen der Fluoreszenz aus jedem interessierenden Bereich auf beiden Seiten des Schädels.
In diesem Artikel wird ein ausführliches Protokoll zur Abbildung neuronaler Aktivität in genetisch veränderten Mäusen mittels eines Zwei-Photonen-Mikroskops beschrieben. Das Verfahren beinhaltet die Anlage eines Schädel-Fensters, um eine direkte Beobachtung der Hirnaktivität zu ermöglichen, und gewährleistet dabei die Sicherheit und den Wohlbefinden des Tieres.
Die etablierte zuverlässige Abbildung neuronaler Aktivität in transgenen Modellen unterstützt die Zielvalidierung und die mechanistische Risikominderung in der ZNS-Wirkstoffforschung. Die Schädel Fenster-Technik ermöglicht eine longitudinale, quantitative Überwachung neuronaler Dynamiken und verbessert so die Vorhersagesicherheit früher therapeutischer Hypothesen. Dieser Ansatz verringert biologische Unsicherheiten, indem er direkte, übertragbare Messgrößen zur Zielstrukturenbindung und Pfadmodulation in krankheitsrelevanten Systemen bereitstellt.
Die Methode integriert sich in den Entdeckungsprozess von der frühen Target-Validierung über die Identifizierung von Wirkstoffkandidaten bis hin zur präklinischen Wirksamkeitsprüfung und wird durch ihre Fähigkeit zur wiederholten, quantitativen Messung neuronaler Aktivität unterstützt.
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Zuletzt aktualisiert: 29 August 2026