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Nehmen Sie einen mikrofluidischen Chip, der Hippocampus-Neuronen von Ratten enthält.
Der Chip verfügt über somatische und axonale Reservoire, deren Kompartimente durch Mikrorillen unterteilt sind, wodurch die Neuronen effektiv unterteilt und die somatischen und axonalen Regionen isoliert werden.
Entfernen Sie das Medium und fügen Sie Formaldehyd hinzu. Inkubieren, um die Neuronen zu fixieren und ihre Struktur zu erhalten.
Überschüssiges Formaldehyd entfernen und mit Puffer waschen. Fügen Sie dann ein Reinigungsmittel hinzu, um die Neuronen zu permeabilisieren.
Ersetzen Sie das Reinigungsmittel durch eine Blocklösung, um unspezifische Bindungsstellen zu blockieren.
Entfernen Sie die Blockierungslösung und inkubieren Sie mit primären Antikörpern, die an spezifische neuronale synaptische Marker binden, bei denen es sich um integrale Membranproteine auf synaptischen Vesikeln handelt.
Entfernen Sie die ungebundenen Antikörper und waschen Sie sie mit Puffer.
Inkubieren Sie mit Fluorophor-markierten Sekundärantikörpern, die an die primären Antikörper binden, die auf synaptische Marker abzielen.
Ungebundene Sekundärantikörper entfernen und mit Puffer waschen.
Nehmen Sie den Chip unter einem konfokalen Mikroskop ab, um die fluoreszierenden neuronalen synaptischen Marker sichtbar zu machen.
Um mit der Fluoreszenz-Immunfärbung zu beginnen, entfernen Sie den größten Teil des Mediums vom Chip und halten Sie die inneren Kompartimente hydratisiert. Geben Sie sofort 100 Mikroliter Fixierlösung in die oberen Vertiefungen der axonalen und somatischen Kompartimente.
Geben Sie nach einer Minute 100 Mikroliter Fixierlösung in die unteren Vertiefungen und fixieren Sie die Zellen 30 Minuten lang bei Raumtemperatur. Entfernen Sie den größten Teil der Lösung aus den Vertiefungen und geben Sie sofort 150 Mikroliter PBS in jede der oberen Vertiefungen der axonalen und somatischen Kompartimente. Warten Sie zwei Minuten, bis das PBS in die unteren Vertiefungen fließt, entfernen Sie dann das PBS und spülen Sie die Vertiefungen mit demselben Vorgang noch zweimal aus.
Entfernen Sie nach dem letzten Spülen den größten Teil des PBS aus den Vertiefungen des Chips und fügen Sie sofort 150 Mikroliter PBS mit 0,25 % Triton X-100 in jede der oberen Vertiefungen der axonalen und somatischen Kompartimente hinzu.
Warten Sie 15 Minuten und entfernen Sie dann den größten Teil der Flüssigkeit aus den Vertiefungen. Geben Sie sofort 150 Mikroliter Blockierungslösung in jede der oberen Vertiefungen der axonalen und somatischen Kompartimente. Entfernen Sie nach 15 Minuten den größten Teil der Flüssigkeit aus den Vertiefungen und geben Sie sofort 100 Mikroliter der primären Antikörperlösung in jede der oberen Vertiefungen der axonalen und somatischen Kompartimente.
Decken Sie den Chip ab, um die Verdunstung zu minimieren, und inkubieren Sie die Zellen im Primärantikörper eine Stunde lang bei Raumtemperatur. Spülen Sie anschließend den Chip, indem Sie den größten Teil der Lösung entfernen und sofort 150 Mikroliter PBS in jede der oberen Vertiefungen der axonalen und somatischen Kompartimente geben. Entfernen Sie nach fünf Minuten das PBS aus beiden Vertiefungen und wiederholen Sie das Spülen noch zwei weitere Male.
Entfernen Sie nun den größten Teil der Flüssigkeit aus den Vertiefungen und fügen Sie sofort 100 Mikroliter Sekundärantikörper in PBS in jede der oberen Vertiefungen der axonalen und somatischen Kompartimente hinzu. Decken Sie den Chip ab, um die Verdunstung zu minimieren, und inkubieren Sie den Chip eine Stunde lang bei Raumtemperatur. Spülen Sie, wie zuvor gezeigt, den Chip dreimal mit PBS aus. Mounten Sie dann die Chips und geben Sie ein Image, wie im beigefügten Textprotokoll beschrieben.