$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Beginnen Sie mit menschlichen embryonalen Stammzellen in einem Kulturmedium.
Inkubieren für die Zellproliferation und Kugelbildung.
Übertragen Sie diese Kugeln in eine neue Vertiefung mit einem Medium, das Differenzierungsfaktoren enthält.
Mit leichtem Schütteln inkubieren. Die Differenzierungsfaktoren treiben die Stammzellen in Richtung der neuronalen Linie.
Tauschen Sie regelmäßig die Hälfte des Mediums aus.
Ersetzen Sie das Medium durch ein neuronales Induktionsmedium und inkubieren Sie dann, um neuronale Vorläuferzellen zu erhalten.
Wechseln Sie zu einem Medium, das an Wachstumsfaktoren reich ist, und inkubieren Sie, um die Zellproliferation und die Bildung neuraler Rosetten zu fördern.
Dann wird in einem Medium kultiviert, das Inhibitoren enthält, um die unerwünschte Zelldifferenzierung zu blockieren.
Ersetzen Sie dieses Medium durch ein Medium, das Wachstumsfaktoren und Inhibitoren enthält. Inkubieren, um die Differenzierung in Gliazellen und primäre Neuronen zu induzieren.
Später platzieren Sie die neuralen Rosetten auf einer hydrophoben Membran in einer inserttragenden Vertiefung, die ein inhibitorreiches Reifungsmedium enthält.
Inkubieren Sie ohne Schütteln, um die Reifung von Nerven- und Gliazellen an einer Luft-Flüssigkeits-Grenzfläche zu ermöglichen und neuronale Organoide zu bilden.
Geben Sie 1.000 Zellen pro Mikrotiterling ab. Zentrifugieren Sie die Zellen 5 Minuten lang bei 300 mal g und überprüfen Sie die homogene Verteilung der Zellen in der Mikrotiterplatte unter dem Mikroskop. Stellen Sie die Platte über Nacht bei 37 Grad Celsius in den Inkubator.
Untersuchen Sie am nächsten Tag die Mikrotiterplatte, um die Größe der gebildeten Kugeln in jeder Mikrovertiefung zu überprüfen. Übertragen Sie die Kugeln mit dem Medium auf eine Sechs-Well-Platte, ergänzt mit einem dualen SMAD-Hemmungscocktail, um eine schnelle neuronale Induktion zu fördern. Von diesem Schritt an werden die Kugeln in Rotation bei 60 U/min kultiviert, um zu verhindern, dass sie aneinander kleben oder an der Platte kleben. Wechseln Sie an Tag 1 bis 4 alle zwei bis drei Tage das Medium, bevor Sie die neuronale Induktion durchführen.
Fördern Sie von Tag 4 bis 11 die Proliferation von hESC-abgeleiteten neuralen Rosetten, indem Sie EGF und bFGF in einer Menge von 10 Nanogramm pro Milliliter zum B27-Medium hinzufügen, ergänzt durch einen dualen SMAD-Cocktail. Von Tag 11 bis 13 kultivieren Sie die Kugeln in B27-Medium, ergänzt mit 0,5 mikromolaren BMP-Inhibitoren. Von Tag 13 bis 21 kultivieren Sie die Kugeln in B27-Medium, ergänzt mit GDNF und BDNF bei 10 Nanogramm pro Milliliter und 1 mikromolaren Gamma-Sekretase-Hemmer.
Setzen Sie an Tag 21 einen Kulturplatteneinsatz in eine Vertiefung einer neuen Sechs-Well-Platte ein. Geben Sie anschließend 1 Milliliter B27-Medium, ergänzt mit Wachstumsfaktoren und Inhibitoren, in jede Vertiefung unter dem Membraneinsatz. Anschließend plattieren Sie die Kugeln auf einer hydrophilen PTFE-Membran, die auf einem Kulturplatteneinsatz abgeschieden ist, und wechseln Sie das Medium alle zwei bis drei Tage für die folgenden drei Wochen der Differenzierung. Stoppen Sie die Drehung in diesem Schritt.
Das Vorhandensein von Rosetten deutet auf die Initiierung der neuronalen Differenzierung hin. Kultivieren Sie vom 21. bis zum 25. Tag menschliche neuronale Organoide im selben neuronalen Reifungsmedium. Ergänzen Sie dann von Tag 25 bis 28 das B27-Medium nur mit einem mikromolaren Gamma-Sekretase-Hemmer. Von Tag 28 bis 39 beenden Sie die Zugabe des Gamma-Sekretase-Hemmers und setzen Sie die Kultur menschlicher neuronaler Organoide nur in B27-Medium fort. Nach drei Wochen sind die neuronalen Organoide bereit für die GIC-Implantation.