Immunhistochemie von Gewebeschnitten aus dem Gehirn von Mäusen zur gezielten Befruchtung von Dopamin-Neuronen

0 Ansichten2:42 Min. • April 29th, 2025

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Nimm einen polymerbeschichteten Objektträger mit Gewebeschnitten aus dem Gehirn von Mäusen, die Dopamin-Neuronen enthalten, die Tyrosinhydroxylase exprimieren, ein Schlüsselenzym für die Dopaminsynthese.
Umrande die Schnitte mit einem hydrophoben Stift, um eine gleichmäßige Färbung zu gewährleisten.
Fixiere das Gewebe in einer Aceton-Methanol-Lösung, um die Gewebemorphologie zu erhalten.
Spüle mit einem Puffer, der Detergens enthält, um die Zellmembranen zu permeabilisieren.
Inkubieren Sie mit Primärantikörpern, die auf Tyrosinhydroxylase in Dopaminneuronen abzielen, und waschen Sie sie dann, um ungebundene Antikörper zu entfernen.
Fügen Sie mit Fluoreszenzfarbstoff markierte Sekundärantikörper, Kernfarbstoffe und RNase-Inhibitoren hinzu.
Während der Inkubation binden Sekundärantikörper an Primärantikörper, Kernfarbstoffe markieren den Zellkern und RNase-Inhibitoren inaktivieren RNasen.
Mit Puffer spülen. Dehydrieren Sie dann die Gewebeschnitte in zunehmender Ethanolkonzentration.
Inkubieren Sie in Xylol, um das Gewebe zu reinigen.
Die bearbeiteten Gewebeschnitte sind nun bereit für die Laser-Capture-Mikrodissektion, die eine präzise Visualisierung und Dissektion von Dopamin-Zielneuronen ermöglicht.

Um Immunhistochemie durchzuführen, verwenden Sie einen hydrophoben Stift, um Gewebe zu umreißen und trocknen zu lassen. Fixieren Sie dann das Gewebe in einer 1 zu 1 Aceton-Methanol-Lösung für 10 Minuten bei minus 20 Grad Celsius. Nachdem Sie das Gewebe aus dem Gefrierschrank genommen haben, bedecken Sie die Schnitte 10 Minuten lang mit 100 bis 200 Mikrolitern Tyrosinhydroxylase-Antikörper in PBS und 1% Triton.

Verwenden Sie dann PBS mit 1% Triton, um die Objektträger zu spülen, bevor Sie die Abschnitte mit 100 bis 200 Mikrolitern Ziegen-Antikaninchen-IgG bedecken, das mit Alexa Fluor 488 gekennzeichnet ist. Inkubieren Sie fünf Minuten lang und spülen Sie die Objektträger dann mit PBS zweimal aus. Dehydrieren Sie anschließend die Proben in einer abgestuften Serie von RNase-freiem Ethanol für jeweils 30 Sekunden, wie weiter oben in diesem Video gezeigt. Eine Minute lang in Xylol inkubieren und ein zweites Mal fünf Minuten lang waschen. Entfernen Sie die Objektträger unmittelbar vor der Verwendung für LCM und lassen Sie sie an der Luft trocknen.

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Zuletzt aktualisiert: 1 August 2026