Hochauflösende dreidimensionale konfokale Bildgebung der Blut-Hirn-Schranke in einem Maus-Hirn-Schnitt

0 Ansichten3:04 Min. • June 18th, 2025

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Beginnen Sie mit einer konfokalen Mikroskopsoftware und stellen Sie die Bildaufnahmeparameter ein.

Nehmen Sie dann einen Schnitt aus dem Gehirn einer Maus, der auf einem Glasobjektträger montiert ist. Dieser Abschnitt ist mit Antikörpern gefärbt, die auf Komponenten der Blut-Hirn-Schranke abzielen.

Die Blut-Hirn-Schranke ist eine selektive zelluläre Schnittstelle zwischen dem Blutkreislauf und dem Gehirn, um die Homöostase aufrechtzuerhalten.

Tragen Sie einen Tropfen Immersionsöl mit dem gewünschten Brechungsindex auf das Deckglas auf, um die Auflösung zu optimieren und die Lichtbrechung zu minimieren.

Legen Sie den Objektträger auf den Mikroskoptisch und verwenden Sie die Epifluoreszenzlampe, um die Probe zu visualisieren.

Lokalisieren Sie mit den entsprechenden Filtern die DAPI-gefärbten Zellkerne und identifizieren Sie das Kapillarsegment für die Bildgebung.

Starten Sie das Live-Scannen und passen Sie die Parameter für jeden Fluoreszenzkanal an, um qualitativ hochwertige Bilder aufzunehmen.

Definieren Sie abschließend die Start- und Endpunkte für die Z-Stapel-Erfassung, um ein dreidimensionales Bild der Blut-Hirn-Schranke zu erstellen.

Stellen Sie im Erfassungsmenü der Software, das das Mikroskop steuert, die Bildaufnahmeparameter ein. Wählen Sie im Dropdown-Menü der Bildgröße einen Wert von 1.024 x 1.024 Pixel aus. Ändern Sie die Pixelgröße auf einen Wert zwischen 200 und 300 Nanometern, indem Sie den Wert des Zoom-Menüs anpassen.

Wählen Sie im Dropdown-Menü "Erfassungsgeschwindigkeit" einen Wert von 400 Hertz aus. Wählen Sie anschließend im Menü "Systemeinstellungen" die Pixeltiefe aus und ändern Sie den Wert in 12 Bit. Schalten Sie dann in der Mikroskopsoftware auf der Registerkarte "Erfassung" die Option für die sequenzielle Frame-Erfassung ein. Stellen Sie die Dicke des optischen Schnitts für jeden Kanal auf einen Wert zwischen 0,75 und 1 Mikrometer ein, indem Sie den Wert im Menü "Lochblende" ändern.

Geben Sie einen Tropfen Immersionsöl mit einem Brechungsindex von 1,52 auf das Deckglas, wobei der Gehirnschnitt dem Brechungsindex des Glasdeckglases und des Objektivs entspricht. Legen Sie anschließend die Probe in das Mikroskop und schalten Sie die Epifluoreszenzlampe ein, um die Probe mit dem Mikroskopfernglas zu visualisieren. Drücken Sie anschließend die Taste, um den Live-Scan-Modus zu starten. Passen Sie während des Scannens die Verstärkung und die Laserintensität für jeden Kanal an, um den Dynamikbereich der Bilder zu maximieren und Pixelsättigung zu vermeiden. Legen Sie anschließend den Anfangs- und Endbereich für optische Z-Stapel fest, die sich über das gesamte Volumen der Kapillare erstrecken, und verwenden Sie eine Schrittweite von 0,45 Mikrometern.

Wichtig ist, dass alle Aufnahmeeinstellungen während der Bildgebungssitzung identisch bleiben.

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Zuletzt aktualisiert: 15 August 2026