Nutzung von Plasmonic und Photonic Crystal Nanostrukturen für verbesserte Mikro-und Nanopartikel-Manipulation

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, mikrometergroße biologische Objekte mit plasmonischen und photonischen Kristall-Optischen Pinzetten einzufangen. Dies wird erreicht, indem zunächst das plasmonische Substrat oder das Substrat aus photonic crystal hergestellt wird. Anschließend wird die biologische Probe vorbereitet, indem BSA zur Zellsuspension gegeben und ausreichend Platz für die Zellsuspension unterhalb des oberen Deckglases geschaffen wird.

Dann wird der Laser auf das Mikroskop ausgerichtet, das mit dem entsprechenden Filtersystem ausgestattet ist. Das Mikroskop wird nun auf die Probe fokussiert und das Einfangen durchgeführt. Schließlich können Mikro- oder Nanopartikel mit verringerter einfallender Intensität mithilfe plasmonischer oder photonischer Kristall-Nanostrukturen eingefangen werden.

Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie herkömmlichen optischen Pinzetten besteht darin, dass die Umwandlung der optischen Felder durch plasmonische und photonische Kristall-Nanostrukturen die zur Erfassung kleiner Partikel wie Zellen erforderliche Intensität verringert und außerdem kein stark fokussierter Strahl benötigt wird, wodurch das Risiko einer photoinduzierten Zellschädigung durch Strahlenexposition reduziert wird. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen in vielen biologischen Bereichen zu beantworten, beispielsweise zur Wechselwirkung zwischen Zellen und zur Untersuchung verschiedener biologischer Kräfte. Außerdem kann sie als nützliches Werkzeug in der Mikro- und Nanotechnologie zur Herstellung dienen, indem sie eine präzise Manipulation von Mikro- und Nanopartikeln ermöglicht. Um ein Array aus Gold-Nanopartikeln mithilfe eines Elektronenstrahl-Verdampfers und Chrom als Haftvermittlerschicht herzustellen, wird Gold mit einer Dicke von 20 Nanometern auf einen Glas-Deckträger aufgedampft.

Reinigen Sie die Probe mithilfe von Sauerstoff-Plasma für etwa eine Minute, um organische Verunreinigungen auf der Oberfläche zu entfernen. Nachdem die Polystyrol-Einzel-Schicht zur Selbstorganisation gebracht wurde, tropfen Sie die Flüssigkeit auf die Probe, gießen sie ab, inkubieren Sie sie für etwa eine Stunde und waschen Sie anschließend die nicht adsorbierten Kugeln mit einem großen Wasservolumen ab, bevor Sie sie lufttrocknen. Verdampfen Sie abschließend eine zweite 20-Nanometer-Schicht aus Gold auf die Latexkugel-Einzel-Schicht, um ein zufälliges Array aus Gold-Nanopartikeln zu bilden.

Das Nanopartikel-Array ist nun bereit für die biologische Probe. Platzieren Sie den vorbereiteten Nanopartikel-Objektträger auf der Stufe eines Fluoreszenzmikroskops. Der nächste Schritt besteht darin, Mauszellkerne für das optische Fangen vorzubereiten.

Beginnen Sie mit Mauszellkernen, die mit Aine Orange markiert sind, um ein Anhaften der Kerne an das Substrat zu verhindern. Geben Sie die Zellkerne in ein kleines Gefäß und fügen Sie 10 % BSA in PBS in einer Konzentration von 1 bis 10 % BSA hinzu, und mischen Sie durch Wirbeln. Pipettieren Sie anschließend fünf Mikroliter der Kern-BSA-Lösung auf den vorbereiteten Objektträger.

Um einen Abstand zwischen den Kernen und der Deckglasabdeckung zu schaffen, platzieren Sie einen Stapel aus zwei Abstandshalter-Deckgläsern um den Tropfen herum und legen anschließend ein weiteres Deckglas darüber. Für das Einfangen und gleichzeitige Abbilden verwenden Sie eine angepasste Konfiguration eines Fluoreszenzmikroskops, die einen umgangenen Anregungsfilter und zwei spezielle dichroische Strahlteiler umfasst. Die optischen Pinzetten werden konstruiert, indem ein 35-Milliwatt-Helium-Neon-Laser durch ein ZES-Axio-Imager-D1-M-Mikroskop geleitet wird, das mit einem GFP-17-Filterset ausgestattet ist und modifiziert wurde, sodass 633-Nanometer-Laserstrahlung die Probe erreicht.

Das Mikroskop fokussiert den Laserstrahl auf die Probe, wobei der Strahl entweder durch das plasmonische Nanopartikel-Substrat oder durch das Beugungsgitter abgelenkt wird. Um die Zellkerne, die einen Durchmesser von etwa fünf Mikrometern haben, abzubilden, verwenden Sie ein Zeiss LDEC Epi-Plan mit einem Neola 50x-Objektiv. Beginnen Sie damit, die Probe auf dem Objektiv zu platzieren und die Ebene mit der höchsten Anzahl an Kernen zu fokussieren, da diese auf der Oberfläche des Substrats liegen.

Als Nächstes fokussieren Sie das Mikroskop auf einen Kern, den Sie einfangen möchten, indem Sie frei schwebende Zellkerne oberhalb der Zellschichten an der Oberfläche finden. Positionieren Sie dann den Laserfalle-Fleck über dem Partikel. Zu diesem Zeitpunkt sollte der Partikel eingefangen sein und seine Position im Laserfleck auch dann beibehalten, wenn der Objekttisch bewegt wird.

Die Maus-Kerne, die sich in der Fokusebene des Mikroskops befinden, werden wahrscheinlich aufgrund einer geringen mikrofluidischen Strömung, die durch Probenerwärmung und -verdunstung verursacht wird, leicht driftend sein, während die Kerne in der Falle eine feste Position beibehalten. Diese Abbildung zeigt ein Rasterelektronenmikrogramm selbstassemblierter Goldnanopartikel, deren Durchmesser jeweils etwa 450 Nanometer beträgt. Hier ist ein Bild der Nahfeld-Rasteroptikmikroskopie des plasmonischen Substrats, bei dem die Verteilung der Nanopartikel spärlich ist und die Nahfeldstrahlung zeigt.

Die Wellenlänge des Anregungslasers beträgt 633 Nanometer, hier ist ein Streuungs­effizienz­spektrum des plasmonischen Substrats mit einem Maximum bei 624 Nanometern dargestellt. Ein Absorptions­effizienz­spektrum des plasmonischen Substrats zeigt das Maximum bei 668 Nanometern. Goldnanosphären sind zufällig auf einer zweidimensionalen Domäne von einem mal einem Quadrat verteilt.

Mikrometer sind hier dargestellt. Jeder blaue Kreis repräsentiert das Zentrum der Nanokugel. In diesen Darstellungen sind Streufeldverteilungen auf Beobachtungsebenen gezeigt, die parallel zum zufälligen Nanokugel-Array liegen.

Diese Diagramme zeigen die minimalen Laserintensitäten, die erforderlich sind, um die Falle bei unterschiedlichen Strömungsraten der umgebenden Flüssigkeit aufrechtzuerhalten. Bei Verwendung der plasmonischen Falle werden alle optischen Intensitäten in der Probenebene unter dem Mikroskopobjektiv gemessen. Jedes Feld zeigt die Messergebnisse für einzelne Polystyrolkügelchen mit verschiedenen Durchmessern.

Die Einlagen zeigen die entsprechenden mikroskopischen Aufnahmen der Partikel. Die Maßstabsbalken in allen Bildern entsprechen einer Länge von fünf Mikrometern. Dargestellt ist hier die Steigung der durch den Ursprung verlaufenden angepassten Geraden aus den vorherigen Diagrammen in Abhängigkeit von der Partikelgröße.

Für das plasmonische Einfangen. Die Fehlerbalken zeigen die Standardabweichungen der linearen Anpassungen. Die Ergebnisse zeigen, dass größere Partikel eine höhere Laserintensität benötigen, um eine ausreichende Fangstabilität aufrechtzuerhalten.

Dieses Schema zeigt das verbesserte optische Fangen unter Verwendung eindimensionaler periodischer Nanostrukturen. Der einfallende Strahl wird durch die periodische Nanostruktur im Fernfeld gebeugt. Dargestellt ist hier die Intensitätsverteilung von Licht mit zwei orthogonalen Polarisationen an der Oberfläche eines aluminiumbasierten Gitters.

Bei einer mit Finite-Differenzen-Zeitbereichs-Simulationen ermittelten Periode von 417 Nanometern wird die Verteilung auf die Intensität an einer flachen Aluminiumoberfläche normalisiert. Diese Abbildungen zeigen das Fangpotential für Teilchen direkt oberhalb der strukturierten Oberfläche in Abhängigkeit von der Teilchenposition. Für CA 350 Nanometer große Polystyrolkügelchen und DA ein Mikrometer große Polystyrolkügelchen veranschaulichen die weißen Kreise die Größen der Teilchen.

Einlagen zeigen das Fangpotential über einer flachen Aluminiumoberfläche. Für die gleiche Partikelgröße wie bei den Vergleichen. Die Werte sind für jede Partikelgröße normalisiert.

Für alle FDTD-Simulationsabbildungen beträgt das Sichtfeld 10 mal acht Quadratmikrometer. Dargestellt ist die Fang-Effizienz und die minimale Fangintensität, gemessen für Polystyrol-Partikel verschiedener Größen mit der Strahlpolarisation senkrecht zu den Rasterlinien. Die Einlage zeigt die Asymmetrie des Fangverhaltens bezüglich der Fang-Effizienz beim Verschieben eines 3,87-Mikrometer-Polystyrol-Partikels senkrecht und parallel zu den Linien des Rasters.

Hier ist eine schematische Darstellung des translativen Winkels des Teilchens. Diese Einlage zeigt die Verstärkung in Abhängigkeit von der Translationsrichtung für verschiedene Polarisationen und Teilchengrößen. Die durchgezogene Linie mit großer Asymmetrie wird mit einfallendem Licht erzielt, das senkrecht zur Abstufung und zur gestrichelten Linie polarisiert ist.

Kleine Asymmetrie wird bei einfallendem Licht erzielt, das parallel zur Rasterung polarisiert ist. Diese Bilder zeigen eine Fangdemonstration einer fluoreszierenden Polystyrolkugel mit 590 Nanometern. Der rote Kreis markiert die Position des Laserflecks, da das Laserlicht zunächst zu schwach war, um sichtbar zu sein.

Das Teilchen wird innerhalb des Flecks bei höherer Leistung festgehalten. Wenn die Leistung verringert wird, überwindet die brownsche Bewegung des Teilchens die Fesselkraft, wodurch das Teilchen entweichen kann. Hier wurde ein fluoreszierender Zellkern von Eierstockkrebs festgehalten; die minimale Intensität, die erforderlich war, um die Fesselung einzuleiten, betrug 16 Mikrowatt pro Quadratmikrometer und wurde mit einem 20×-Objektiv erreicht.

Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man eine optische Falle mit geringer Intensität erzeugt, um mikro- und nanoskalige biologische Proben mithilfe von plasmonischen und photonischen Kristall-Nanostrukturen auf nichtinvasive Weise zu manipulieren.