Name: Nanotopologie der Zelladhäsion auf Variable-Angle Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy (VA-TIRFM) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-10-02T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 14 s
Description: Erfahren Sie die Nanotopologie der Zelladhäsion mit VA-TIRFM für Zellbiologie. Diese Methode ermöglicht präzise Messungen von Zell-Substrat-Abständen im Nanometerbereich und vergleicht verschiedene Zelllinien.

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Die Autoren danken dem Land Baden-Württemberg und die Europäische Union Europäischer Fonds für regionale sterben Entwicklung - für die Finanzierung ZAFH-PHOTON n, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) für die Finanzierung von Forschung Grant No. 1792C08 sowie die Baden-Württemberg-Stiftung GmbH für die Finanzierung des Projekts &quot;Aurami&quot;.

Ein. Seeding und Inkubation der Zellen <ol><li> Saatgut einzelnen Zellen, zB U373-MG oder U-251 MG-Glioblastomzellen mit einer typischen Dichte von 100 Zellen / mm 2 auf einem Glasträger und wachsen sie für 4872 Stunden in Kulturmedium (zB RPMI 1640, ergänzt mit 10% fötalem Kälberserum und Antibiotika) mit einem Inkubator bei 37 ° C und 5% CO 2. </li><li> Inkubieren von Zellen mit einer Membran-Marker, zB 6-Dodecanoyl-2-dimethylamino Naphthalin (Laurdan) für 60 min bei einer Konzentration von 8 uM (in Kulturmedium) 4, oder eines Cytoplasma-Marker aufgebracht, angewendet zB Calcein acetomethlyester 40 min bei einer 4,5; Konzentration von 5 uM 3, oder eine Membran zugeordnet Photosensibilisator Protoporphyrin IX z. B. auf 4 h Inkubation mit seiner Vorstufe 5-Aminolävulinsäure (1 mM 5-ALA) induziert. </li><li> Waschen der Zellen mit Kulturmedium oder phosphatgepufferter Salzlösung (PBS) vor der Fluoreszenzmikroskopie. &lt;/ Li&gt; </ol> 2. VA-TIRFM <ol><li> Verwenden Sie einen aufrechten Mikroskop, z. B. Zeiss Axioplan, und ersetzen Sie ihre Kondensator durch eine Beleuchtungseinrichtung, wie in Lit. beschrieben. 3 mit einer halbkugelförmigen oder halbzylindrischen Glasprisma optisch mit dem Objektträger verbunden (siehe Abbildung 1). </li><li> Verwenden eines parallelen kollimierten Laserstrahls das nach Abbildung durch das Glasprisma und weitere optische Komponenten (zB Hohlspiegel) resultiert wiederum in einer parallelen Strahls auf der Oberfläche der Probe (telezentrische Pupille ray). Achten Sie darauf, dass der elektrische Feldvektor senkrecht polarisiert sind zu der Einfallsebene ist. </li><li> Verwenden einer einstellbaren Spiegel innerhalb des Kondensators, der in der Probe abgebildet wird und beleuchtet die Probe unter einem variablen Anstellwinkel (Objektstrahl) befindet. Die verstellbare Spiegel kann durch einen Schrittmotor angetrieben werden, wobei jede Position einem gut definierten Einfallswinkel, wie durch Messungen goniometrischen 3 bestimmt </sup&gt;. </li><li> Kalibrieren der Winkelposition des verstellbaren Spiegels mit dem kritischen Winkel Θ c = 61,3 ° für ein Glas-Wasser-Übergang als ein fester Wert. Θ c visualisiert werden bei Variation der Θ wenn ein Fluoreszenzfarbstoff (z. B. 1 mM Flavinmononucleotid, FMN) in Wasser gelöst ist. Die Position des Spiegels bei Θ = Θ c ist in dem Spiegel Positionierprogramm gespeichert. </li><li> Stellen Sie die Parameter der Kamera (hinten beleuchtet Andor Ixon EMCCD, DV887DC, Andor Technology, Belfast, UK 6), einschließlich Temperatur, Verstärkung, Aufnahmezeit und Schaltgeschwindigkeit. </li><li> Verwenden Sie ein Objektiv von geeigneten Vergrößerung und bevorzugt moderate numerische Apertur (z. B. 40 × / 0,75 oder 63 × / 0,90 Eintauchen in Wasser) und lokalisieren Sie die Objektträger unter dem Mikroskop. Verwenden Immersionsöl, um optischen Kontakt der Probe mit dem Glasprisma gewährleisten. Aufzuzeichnen Fluoreszenzbilder von identischen Proben auf die VariationBeleuchtungswinkel (Θ ≥ Θ c mit Θ c entspricht 64,5 ° für eine Zell-Glas-Grenzfläche). Ein Winkelbereich von 66 ° -74 ° in Schritten von 0,5 ° oder 1 ° empfohlen. Verwenden ein geeignetes Langpass oder Bandpassfilter zum Fluoreszenzdetektion. </li></ol> 3. Data Analysis <ol><li> Lesen von Bildern (zB im ASCII-Format) in verschiedenen Winkeln Θ sowie den Kameraeinstellungen (für Hintergrund Diskriminierung), der Anregungswellenlänge und den Brechungsindizes für Glas (n 1 = 1,52) und Zellen aufgenommen (n 2 = 1,37) in die Auswertung Programm (LabView; NanoCell). Für jeden Satz von Parametern die Eindringtiefe d (Θ) und der Transmissionsgrad T (Θ) werden automatisch berechnet. </li><li> Wählen Sie die Bilder zur Auswertung von Zell-Substrat-Distanzen Δ nach Gleichung 5 (Membran Marker) oder Gleichung 4 (Zytoplasma Marker), Einzelne Bilder mit inhomogenerBeleuchtung (aufschlussreiche e, g. Streifen) kann ausgeschlossen werden. </li><li> Berechnen Sie Bilder von Zell-Substrat-Topologie und wählen Sie einen geeigneten Farbcode für die Anzeige. Bei der Auswertung Profile der einzelnen Pixel dargestellt werden, wie in Abbildung 2 dargestellt. Diese Profile können als Indikator für die Qualität der Anpassung verwendet werden. </li><li> Bewahren Sie die Auswertung Protokoll. </li></ol> 4. Repräsentative Ergebnisse Vertreter Experimente mit gentechnisch veränderten U251-MG Glioblastom-Zellen freundlicherweise von Prof. Jan Mollenhauer, Abteilung Molekulare Onkologie, Universität Süddänemark, Odense zugeführt wird. In zwei Subklone dieser U251 Zellen die Tumorsuppressorgene oder TP53 PTEN sind überexprimiert Verwendung eines Tet-On Induzierbares Expressionssystem, derart, dass diese Zellen einen verminderten tumorigene Potential aufweisen und können als weniger malignen anzusehen. Hochmalignen U251-MG Zellen ohne Suppressor-Gen sind als Kontrollen verwendet, und U251-MG Wildtyp-Zellen dienen einem weiteren Vergleich. Eine Laserdiode Emittieren eines quasi kontinuierliche Reihe von Pikosekundenpulse (LDH400 mit Treiber PDL 800-B, PicoQuant, Berlin, Deutschland; Wellenlänge: 391 nm; Pulsenergie: 12 PJ; Wiederholungsrate: 40 MHz) als Anregungsquelle verwendet. In 3 TIRFM Bilder der U251-MG Glioblastomzellen mit einer aktivierten TP53 Tumorsuppressorgens und inkubiert mit Laurdan (8 uM, 60 min) werden für Einfallswinkel von 66,0 °, 69,0 ° und 73,0 ° entsprechend Eindringtiefen der abgebildete evaneszenten elektromagnetischen Feld von etwa 140 nm, 75 nm und 60 nm aufweisen. Mit abnehmender Eindringtiefe Fluoreszenz Intensität abnimmt (siehe Skalen) und stammt aus oberflächlicher Seiten der Zellen (zB fokalen Kontakten auf ihren Kanten). Zell-Substrat-Abstände (visualisiert in Abbildung 3d durch einen Farbcode zwischen 0 bis 600 nm) stark in den Zellen zwischen auf unterschiedlichly wenige Nanometer (weiß-gelb) und 250-300 nm (dunkelrot), dh fokale Kontakte und größere Zell-Substrat-Abstände sind in unmittelbarer Nähe. Das gleiche gilt für U251-MG Glioblastomzellen mit einer aktivierten Suppressorgen PTEN (4d), während Zell-Substrat-Abstände relativ konstant sind für U251-MG-Steuerung und Wildtyp-Zellen mit typischen Werten von 80 bis 100 nm (gelb; 4b ) und 150-200 nm (orange-rot; Abbildung 4a). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig1.jpg" /> Abbildung 1. Beleuchtungseinrichtung für VA-TIRFM in einem aufrechten Mikroskop. Eine einstellbare Spiegel durch einen Schrittmotor angetrieben erlaubt eine Winkelauflösung von ± 0,25 °. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig2.jpg" /> Abbildung 2. Auswertung Profil für ein pixel (schematisch). Wenn ln [I C / T (Θ)] in Abhängigkeit von 1 / d (Θ) aufgetragen ist, stellt die Steigung der Zell-Substrat-Abstand Δ. Diese Steigung wird üblicherweise mit einer Genauigkeit von etwa ± 10% bestimmt. Ein Wert - resultierend aus inhomogenen Beleuchtung - markiert wurde und ausgeschlossen von der Auswertung. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig3.jpg" /> Abbildung 3 TIRFM Bilder der U251-MG Glioblastomzellen mit aktivierten TP53 Suppressorgen nach Inkubation mit Laurdan (8 uM, 60 min). Aufgezeichnet bei verschiedenen Beleuchtungswinkeln (ac); Zell-Substrat-Abstände im Bereich von 0-600 nm gezeigten durch einen Farbcode (d); Anregungswellenlänge: 391 nm, Detektion: ≥ 420 nm; image size:. 210 &amp;mgr; m × 210 &amp;mgr; m <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4133/4133fig3large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen</a> . Abbildung 4 Zell-Substrat-Abstände von U251-MG glioblatoma Zellen im Bereich von 0-600 nm durch einen Farbcode gezeigt;. (A) Wildtyp (b) steuert, (c) Zellen mit aktivierten Suppressorgen TP53, (d) Zellen mit aktiviertem Suppressor-Gen PTEN; Anregungswellenlänge: 391 nm, Detektion: ≥ 420 nm; image size:. 210 &amp;mgr; m × 210 &amp;mgr; m <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4133/4133fig4large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen</a> .

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</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Es wird ein Verfahren zum Messen Zell-Substrat-Abstände mit Nanometer-Präzision beschrieben. Derzeit Methoden der super-hochauflösenden Mikroskopie, zB auf strukturierte Beleuchtung 7 oder auf Einzelmoleküldetektion 8-10 sowie stimulierte Emission Depletion (STED) Mikroskopie 11 sind von großem Interesse basiert. Keine dieser Techniken erlaubt jedoch eine axiale Auflösung unterhalb von 50 nm aufweist. Darüber hinaus relativ hohe Bestrahlungsstärke von 50100 W / cm 2 i...

Wenn ein Lichtstrahl durch ein Medium ausbreitet der Brechungsindex n 1 eine Schnittstelle erfüllt, um ein zweites Medium mit einem Brechungsindex n 2 &lt;n 1 tritt Totalreflexion an alle Einfallswinkel Θ, der größer als der kritische Winkel Θ c = sind arcsin (n 2 / n 1). Obwohl sie total reflektiert das einfallende Lichtstrahl Wucht einem evaneszenten elektromagnetischen Felds, das in das zweite Medium und nimmt exponentiell mit senkrechten Abstand z von der Grenzfläche eindringt gemäß I (z) = I 0 ez / d (Θ). I (z) entspricht der Intensität des elektromagnetischen Feldes und d (Θ) zu der Eindringtiefe bei der Wellenlänge λ, wie gegeben durch d (Θ) = (λ/4π) (n 1 2 sin 2 Θ - n 2 2) -1 / 2 Wie in der Literatur 1,2 berichtet, 0 I </ssub&gt; entspricht der Intensität des einfallenden Lichts I e mit der Transmissionsfaktor T (Θ) und dem Verhältnis n 2 / n 1 multipliziert. Wenn der elektrische Feldvektor des Lichts polarisiert ist senkrecht zur Einfallsebene (dh die Ebene, die durch den einfallenden und den reflektierten Strahl aufgespannten) wird diese Transmissionsfaktor gegeben durch T (Θ) = 4 cos 2 Θ / [ein - (n 2 / nL 1) 2] Für den erfassten Fluoreszenzintensität in TIRFM Messungen hat Lichtabsorption, über alle Schichten der Probe integriert werden und multipliziert mit der Fluoreszenzquantenausbeute η des jeweiligen Farbstoff sowie mit der Raumwinkel Ω Detektion. Wie bereits berichtet 3, kann diese Intensität beschrieben werden durch I F (Θ) = AT (Θ) OC (z) e-z / d (Θ) dz wenn alle Faktoren f die unabhängig sind<html> rom der Einfallswinkel Θ und die Koordinate z innerhalb des experimentellen konstanten A. Gleichung 3 enthalten kann analytisch gelöst werden, wenn die Konzentration c (z) von Fluorophoren vorliegt, gilt als nahezu konstant - Entweder überhaupt Koordinaten z ≥ Δ, im Zytoplasma von Zellen mit einem Abstand Δ von der Schnittstelle zB. In diesem Fall weist das Integral von z = Δ bis z = ∞ was zu berechnen I F = A c T (Θ) d (Θ) e-Δ / d (Θ) - Oder zwischen z = Δ - t / 2 und z = + Δ t / 2, dh innerhalb einer dünnen Schicht mit einer Dicke t, zB einer Zellmembran in einem Abstand Δ von der Schnittstelle angeordnet ist. In diesem Fall kann die Fluoreszenzintensität berechnet werden als I F = A c T (Θ) te-Δ / d (Θ) wenn t im Vergleich mit Δ klein. ent &quot;&gt; Aus den Gleichungen (4) und (5) Zell-Substrat-Abstände Δ berechnet werden, wenn die Bilder der Fluoreszenzintensität I F für variable Winkel Θ aufgezeichnet werden, und wenn ln (I F / T d) (Gl. 4) oder ln (I F / T) (Gl. 5) als Funktion von 1 / d für diese Winkel ausgewertet. Für die Membran Marker Laurdan in diesem Papier verwendet (s. unten) die Auswertung nach Gl. 5 durchgeführt wurde. Wie bereits berichtet 3, Bildaufnahme und Auswertung benötigt - Homogene Verteilung von Anregungslicht über die Probe, - Gültigkeit einer 2-Schichten-Modells (mit den Brechungsindizes n 1 und n 2 für das Substrat und das Zytoplasma, jeweils). Dies gilt, wenn die Plasmamembran ist sehr dünn, und wenn die Schicht aus dem extrazellulären Medium (zwischen der Zelle und dem Substrat) klein ist im Vergleich zur Wellenlänge des einfallenden Lichts. Zusätzlich kann eine moderate numerische Apertur(Typischerweise A ≤ 0,90) des Mikroskops Objektivlinse ist vorteilhaft, Abweichungen der Helligkeit aufgrund Anisotropie von Strahlung im nahen Feld des Dielektrikum-Grenzfläche zu vermeiden.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name </td><td> Firma </td><td> Typ </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Inkubator </td><td> Nunc </td><td> Nunc CELLSTAR QM1300SVBA </td><td></td></tr><tr><td> Laminar Flow </td><td> Holten Sichere </td><td> S2010 1,2 EN GG 1LN </td><td></td></tr><tr><td> DMEM + 10% FCS + 1% Penicillin / Streptomycin </td><td> BIOCHROM </td><td></td><td> Kultivierungsmedium </td></tr><tr><td> Glas Objektträger </td><td> Marienfeld </td><td> Reines weißes Glas </td><td> Spezialreinigung Verfahren verwendet </td></tr><tr><td> 6-Dodecanoyl-2-dimethylamino Naphthalin (Laurdan) </td><td> Molecular Probes </td><td></td><td> Fluoreszierenden Marker (Stammlösung: 2 mM in Ethanol) </td></tr><tr><td> Mikroskop </td><td> Carl Zeiss </td><td> Axioplan 1 </td&gt; <td></td></tr><tr><td> Laserdiode </td><td> PicoQuant </td><td> LDH 400 mit Fahrer PDL 800-B </td><td> Wellenlänge: 391 nm </td></tr><tr><td> Singlemode-Faser-System </td><td> Point Source </td><td> kineFlex </td><td> Wird mit Kollimationsoptik </td></tr><tr><td> EMCCD-Kamera </td><td> Andor </td><td> DV887DC </td><td> Kamera hinten beleuchtet </td></tr></tbody></table>

nanotopologie der zelladhäsion auf variable-angle total internal reflection fluorescence microscopy (va-tirfm)

Nanotopology of Cell Adhesion upon Variable-Angle Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy (VA-TIRFM)

Oberflächentopologie, z. B. von Zellen wachsen auf einem Substrat, mit Nanometer-Präzision durch unterschiedlichen Winkeln Total Internal Reflection-Fluoreszenzmikroskopie (VA-TIRFM) bestimmt. Zellen werden auf transparente Folien kultiviert, gewaschen und mit einem fluoreszierenden Marker homogen in ihrem Plasma Membran verteilt. Beleuchtungssystem tritt durch einen parallelen Laserstrahl unter variablen Winkeln der inneren Totalreflexion (TIR) ​​mit unterschiedlichen Eindringtiefen der evaneszenten elektromagnetischen Feldes. Aufzeichnung von Bildern bei Bestrahlung Fluoreszenz bei etwa 10 unterschiedlichen Winkeln ermöglicht, Zell-Substrat-Abstände mit einer Genauigkeit von wenigen Nanometern berechnen. Unterschiede der Haftung zwischen verschiedenen Zelllinien, zB Krebszellen und weniger malignen Zellen werden somit bestimmt. Darüber hinaus können eventuelle Änderungen der Zelladhäsion auf chemische oder photodynamischen Behandlung geprüft. Im Vergleich mit anderen Methoden der super-hochauflösenden Mikroskopie Belichtung gehalten wirdsehr klein, und keine Beschädigung der lebenden Zellen erwartet wird.

Topologie der Zelladhäsion auf einem Substrat mit Nanometer-Präzision durch verstellbarem Winkel Totalreflexion Fluoreszenzmikroskopie (VA-TIRFM) gemessen.

Nanotopologie der Zelladhäsion auf Variable-Angle Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy (VA-TIRFM)

Die Oberflächentopologie, z. B. von auf einem Substrat wachsenden Zellen, wird mit Nanometerpräzision mittels fluoreszenzmikroskopischer Totalreflexion mit variablem Einstrahlwinkel ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Topologie der Zelladhäsion auf einem Substrat mit nanometrischer Präzision zu messen. Dies wird erreicht, indem Zellen zunächst auf transparenten Glasobjektträgern kultiviert und anschließend mit einem fluoreszierenden Marker inkubiert werden. Danach wird die Winkelposition des justierbaren Spiegels des Mikroskops kalibriert und die Position im Spiegelpositionierungsprogramm gespeichert.Der nächste Schritt besteht darin, die Fluoreszenzbilder bei Bestrahlung unter etwa 10 verschiedenen Winkeln aufzuzeichnen. Der letzte Schritt ist die Berechnung der Zell-Substrat-Abstände mit einer Präzision von wenigen Nanometern. Abschließend werden die Ergebnisse zur Topologie der Zelladhäsion auf dem Substrat verwendet, um Unterschiede in der Adhäsion zwischen verschiedenen Zelllinien darzustellen, beispielsweise Krebszellen und weniger malignen Zellen.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie der konfokalen Mikroskopie liegt darin, dass die tatsächliche Auflösung im Bereich von nur wenigen Nanometern liegt. Obwohl diese Methode Einblicke in Zellmembranen ermöglichen kann, ist sie auch auf andere Systeme wie kl

nanotopology-cell-adhesion-upon-variable-angle-total-internal

Research

Forschung

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Bioengineering

Biotechnik

Total Internal Reflection Fluorescence (TIRF)-Mikroskopie ist eine leistungsfähige Methode, um Strukturen in der Nähe der Zelloberfläche bei hohem Kontrast und zeitlicher Auflösung zu beobachten. Wir zeigen, wie TIRF eingesetzt werden können, um Protein-Dynamik in der Rinde der Zellwand-geschlossenen Zellen von Bakterien und Pilzen zu studieren.

Visualisierung von Cortex Organisation und Dynamik in Mikroorganismen, mit Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy

Dieses Video beschreibt TIRF, eine auf Totalreflexionsmikroskopie basierende Technik zur Visualisierung der Polymerisationsdynamik von Aktin und Mikrotubuli. Die Methode ermöglicht die hochauflösende Abbildung der Kopplungsdynamik von Aktin und Mikrotubuli in Echtzeit, was für das Verständnis zellulärer Wechselwirkungen unerlässlich ist.

TIRF-Mikroskopie zur Visualisierung der Kopplungsdynamik von Aktin und Mikrotubuli

Quelle: Daniele, F., et. al TIRFM und pH-sensitive GFP-Sonden zur Bewertung der Vesikeldynamik von Neurotransmittern in SH-SY5Y Neuroblastomzellen: Zellbildgebung und Datenanalyse. J. Vis. exp. (2015). Dieses Video zeigt die Bildgebung von humanen Neuroblastomzellen mit einem Totalreflexionsfluoreszenzmikroskop (TIRF), um mit Fluorophoren markierte synaptische Vesikel sichtbar zu machen. Die Zellen werden zunächst im Epifluoreszenzmodus fokussiert. Anschließend werden Anpassungen vorgenommen,...

Zellbildgebung mittels Totalreflexionsfluoreszenzmikroskopie

Eine erweiterte Mikroskop, die es ermöglichen schnelle und hochauflösende werden Bildgebung des isolierten Plasmamembran sowohl die umliegenden intrazelluläre Volumen präsentiert. Die Integration von spinning-Disk und Gesamtbetrag interne Reflexion Fluoreszenzmikroskopie in einer Aufspannung ermöglicht live-imaging-Experimente bei hohen Erfassungsraten bis zu 3,5 s pro Bildstapel.

Visualisierung von Adhäsion Bildung in den Zellen durch erweiterte Spinning-Disk-Total Internal Reflection-Fluoreszenz-Mikroskopie

Dieses Protokoll ist eine Anleitung zur Implementierung der Interferenzreflexionsmikroskopie auf einem Standardfluoreszenzmikroskop für etikettenfreie, kontrastreiche Hochgeschwindigkeitsaufnahmen von Mikrotubuli mit In-vitro-Oberflächen-Assays.

Implementierung der Interferenzreflexionsmikroskopie für etikettenfreie High-Speed-Bildgebung von Mikrotubuli

Wir beschreiben einen bildgebenden Ansatz zur Bestimmung des durchschnittlichen oligomeren Zustands von mEGFP-getaggten Rezeptor-Oligomeren, die durch Ligandenbindung in der Plasmamembran lebender Zellen induziert werden. Das Protokoll basiert auf der Total Internal Reflection Fluorescence (TIRF) Mikroskopie in Kombination mit der Number and Brightness (N&amp;B)-Analyse.

Oligomerisierungsdynamik von Zelloberflächenrezeptoren in lebenden Zellen durch totale interne Reflexionsfluoreszenzmikroskopie kombiniert mit Zahlen- und Helligkeitsanalyse

Dieses Protokoll stellt die experimentellen Verfahren zur Durchführung des Adhäsions-Footprint-Assays vor, um die Adhäsionsereignisse während der schnellen Zellrollenadhäsion abzubilden.

Abbildung der molekularen Adhäsion im Zellrollen durch Adhäsion Footprint Assay

Nah-UV-Lithographie und Zugkraftmikroskopie werden kombiniert, um zelluläre Kräfte auf mikrostrukturierte Hydrogele zu messen. Die gezielte lichtinduzierte Freisetzung einzelner Zellen ermöglicht eine hohe Anzahl von Messungen an derselben Probe.

Kontrolle der Zelladhäsion mit Hydrogel-Patterning-Techniken für Anwendungen in der Zugkraftmikroskopie

Wir stellen ein Protokoll zur Implementierung der Interferenzreflexionsmikroskopie und der Total-Interreflexions-Fluoreszenzmikroskopie für die gleichzeitige Abbildung von dynamischen Mikrotubuli und fluoreszenzmarkierten Mikrotubuli-assoziierten Proteinen vor.

Simultane Interferenzreflexion und Totalreflexionsfluoreszenzmikroskopie zur Abbildung dynamischer Mikrotubuli und assoziierter Proteine

Dieses Protokoll ist ein Leitfaden für die Visualisierung von dynamischem Aktin und Mikrotubuli unter Verwendung eines in vitro TIRF-Mikroskopie-Assays ( Total Internal Fluorescence).

Visualisierung der Dynamik der Kopplungsdynamik von Aktin und Mikrotubuli in vitro durch Total-Internal-Reflection-Fluoreszenz-Mikroskopie (TIRF)

Erfahren Sie die Nanotopologie der Zelladhäsion mit VA-TIRFM für Zellbiologie. Diese Methode ermöglicht präzise Messungen von Zell-Substrat-Abständen im Nanometerbereich und vergleicht verschiedene Zelllinien.

Nanotopologie der Zelladhäsion auf Variable-Angle Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy (VA-TIRFM)

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