Name: Detektion von Protein Palmitoylierung in kultivierten Hippocampus-Neuronen durch Immunopräzipitation und Acyl-Biotin Exchange (ABE) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-02-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 33 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie Protein-Palmitoylierung in kultivierten Hippocampus-Neuronen durch Immunopräzipitation und Acyl-Biotin-Exchange (ABE) nachweisen. Diese biochemische Methode ermöglicht sensitive quantitative Analysen.

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Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse aus Canadian Institutes of Health Research MOP-81158 unterstützt.

Ein. Extraktion von Zielprotein aus kultivierten primären hippocampalen Neuronen <ol><li> Vor der Ernte endogenes Protein aus primären Zellen des Hippocampus, bereiten Sie einen Lysepuffer (LB; Tabelle 1) mit Protease-Inhibitoren. Zu 10 ml Lyse-Puffer, 0,1 ml Lösung Phenylmethansulfonylfluorid (PMSF) auf eine Endkonzentration von 10 mM, und es wird 1 Proteaseinhibitorcocktail Tablette. </li><li> Planen N-Ethylmaleimid (NEM)-Lösung (Tabelle 1) aus lyophilisierten Pulvers. Sanft in 100% EtOH lösen sich bei Raumtemperatur (RT). Immer vorzubereiten NEM-Lösung frisch für den Tag des Experiments. </li><li> Weiter kombinieren die Lysepuffer und NEM. 0,5 ml 2M NEM-Lösung zu einem frischen 50 ml konischen Röhrchen. 20 ml LB über Oberseite und schnell erfolgt LB + NEM (Endkonzentration 50 mM) auf einer Schüttelplattform bei 4 ° C in vollem Umfang für 5 min mischen. Immer fügen NEM / EtOH-Lösung ersten und zweiten LB, um richtig mischen die beiden. </li><li> Entfernen Sie kultivierten Neuronen aus Inkubator und auf Eis *. Entfernen Sie vorsichtig zellulären Medien und sanft zweimal waschen mit kaltem Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung (PBS) 1x. 300 ml LB + 50 mM NEM in die erste Vertiefung der Neuronen im Hippocampus, und kratzen Zellen unter Verwendung eines Einweg-Zelle Heber. Sammeln Sie die Zelllysat, dann entladen, das Lysat in die nächste Vertiefung dieser Gruppe. Kratzen Zellen innerhalb des zweiten auch unter Verwendung der Zellen Heber, sammeln, und wiederholen Sie mit einer dritten, bei Bedarf auch weiter zu konzentrieren das Lysat. </li><li> Sammle Zelllysat in eine vorgekühlte (auf Eis), 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen. Wiederholen Sie Schritt 1,4 mit 100 ul LB + 50 mM NEM, um alle verbleibenden Zelllysat zu sammeln. Pass Ganzzelllysat durch eine 26 ½ Manometer Spritze 5-6 mal in mechanische Lyse helfen, wobei darauf zu nicht blasen Blasen in der Lösung. Man kann statt für 15 sec beschallen auf Eis, wenn die Ausrüstung zur Verfügung steht. Nutieren Zelllysat für ≥ 30 min bei 4 ° C. </li><li> Klären Sie die Zelle lysate durch Zentrifugation bei 16.000 × g / 30 min, um Pellets nicht lysierten Zellen und Detergens-unlöslichen Material. </li><li> Sammle gelöscht Zelllysat (Überstand) in einem neuen vorgekühlte 1,5 ml Röhrchen auf Eis. Wiederholen Ernte Protokoll für alle Gruppen von Zellen. Maßnahme Proteinkonzentration in allen Proben unter Verwendung Lysat BCA-Assay, und Normalisierung des Volumens aller Lysatproben von Gruppen von Zellen zu genau gleich Gesamtprotein haben, mit einem empfohlenen minimalen von 500 ug. Füllen Sie alle Proben mit LB + 50 mM NEM zu 500 ul Gesamtvolumen. </li><li> Hinzufügen 1-5 ug primären Antikörper gegen das Zielprotein gerichtet zu jedem Lysat Probe. Nutieren die Antikörper-Lysat Mischproben über Nacht bei 4 ° C. </li></ol> * Die primären Ratten-Hippocampus-Neuronen in einer Dichte von ca. 250.000 Zellen sollten / Vertiefung in einer 6-Well-Platte kultiviert werden, in einem serumfreien Medium, das eine neuronale B27 Ergänzung, wie zuvor beschrieben, 5, und für den Wunsch gezüchtetd Zeitdauer, typischerweise 14-16 Tage-in-vitro (DIV) zur Reife zu erreichen. Ein Minimum von 500 ug des Gesamtproteins empfiehlt sich erfolgreich immunpräzipitieren und Biotinylierung eines Ziel neuronaler Protein, was typischerweise 2 bis 3 Vertiefungen einer 6-well-Schale. 2. Präzipitation von Antikörper-gebundenem Zielprotein <ol><li> Vor Ausfällen und Immobilisieren eines Zielproteins, bereiten eine 50% ige Aufschlämmung von Protein-A oder Protein-G-Sepharose beschichteten Perlen. Insbesondere, fügen ≥ 60 ul Sepharosebeads pro Probe bis 1,5 ml Röhrchen, sicherzustellen, dass alle Proben gleiche Mengen von Perlen haben. Magnetkügelchen eignen sich auch, wenn das Gerät zur Verfügung steht. </li><li> Hinzufügen eines gleichen Volumens 50% Aufschlämmung auf jeden Antikörper-Lysat Probe und nutieren für ≥ 1 h bei 4 ° C. </li></ol> 3. Acyl-Biotin Exchange: Hydroxylamin (HAM) Spaltung <ol><li> Während der Durchführung von Schritt 2.2, vorzubereiten eine Anzahl von Rohren mit Lysispuffer (LB) Different pHs. Der pH-Wert ist sehr wichtig für diese Schritte und sollten immer eingestellt unter Verwendung eines pH-Meters wird. Planen 2 ml LB pH 7,2 pro Probe und 0,5 ml Puffer pro Stringente Probe (Tabelle 1). Bereiten auch 0,5 ml LB + 10 mM NEM pro Probe, wie in Schritten von 1,1 bis 1,3. Hinzufügen PMSF und Proteaseinhibitor-Tabletten zu allen Lysepuffer, wie in Schritt 1.1. </li><li><ol class="lalpha"><li> Hydroxylamin (HAM) ist ein starkes Reduktionsmittel, deren Spaltung von Palmitat aus Cysteinen für Biotinylierung (Abbildung 1) erforderlich ist, und der Wegfall der HAM-Spaltung dient als negative Kontrolle. Split jede Probe von Kügelchen in zwei Proben, ein Weglassen des HAM Spaltungsschritt (-HAM) und eine einschließlich der HAM Schritt (+ HAM). Um für den Proteinabbau durch HAM Behandlung verursacht normalisieren, sollte man jede Probe in Drittel aufgeteilt, mit 1/3 der Kügelchen für die HAM-Steuerung verwendet und die restlichen 2/3 für die + HAM Behandlung verwendet. </li><li> Bereiten Sie zusätzlich 1.5 ml Röhrchen auf Eis, da die-HAM Steuerung für jede Probe beschriftet. Nach Schritt 2,2, sanft zentrifugiert Alle Proben &#39;Perlen bei 0,5 ug / 1 min bei 4 ° C (Zentrifuge bei dieser Geschwindigkeit, Dauer und Temperatur für alle weiteren Schritte, sofern nicht anders angegeben), legen Sie die Röhrchen auf Eis, entfernen Sie den Überstand und resuspendieren die Perlen in 600 ul LB + 10 mM NEM. </li></ol></li><li> Nach Resuspendieren der Proben &quot;Perlen in Lysepuffer + NEM 10mM sofort sammeln 200 ul der Probe Lysat-Kügelchenaufschlämmung und Einleitung in die Probe-HAM Röhrchen auf Eis. Fügen Sie eine weitere 300 ul LB + 10 mM NEM die-HAM Probe und eine zusätzliche 100 ul der + HAM Probe für insgesamt 500 ul in jeder Probe. Die Röhrchen für 10 min auf Eis. </li><li> Resuspendieren (waschen) the-HAM und + HAM Proben vorsichtig mit 0,5 ml strengen Puffer pro Probe. Diesen Schritt schnell, wie ein längerer Inkubation in SDS Entfernung von gebundenem Antikörper aus dem Ergebnis wirdPerlen. </li><li> Vorsichtig waschen Alle Proben dreimal in 0,5 ml / Probe LB pH 7,2, und Spin-down zwischen Wäschen in Schritt 3.2b. </li><li> Während der Durchführung von Schritt 3,5, bereiten Sie einen HAM-Puffer (Tabelle 1). Hinzufügen geeigneten Volumen Hydroxylaminlösung in ein neues Röhrchen, um eine Endkonzentration von 1 M in einem Volumen von 0,5 ml LB pH 7,2, pro Probe + HAM erreichen. Immer Vorbereitung der HAM-Puffer frisch für den Tag des Experiments. 0,5 ml / Probe der LB pH 7,2 bis alle Proben-HAM und 0,5 ml / Probe des HAM-Puffer für alle + HAM Proben. </li><li> Nutieren alle Proben für 1 Stunde bei Raumtemperatur (RT). Nicht mehr als 1 Stunde. </li></ol> 4. Acyl-Biotin Exchange: Biotin-BMCC Labeling <ol><li> Während der Durchführung von Schritt 3.6, vorzubereiten 2 ml LB pH 6,2 pro Probe (Tabelle 1), wie in Schritt 3.1. Legen Sie die LB pH 6,2 auf Eis, bis sie benötigt. Bereiten auch eine Stammlösung von Biotin-BMCC (Tabelle 1) unmittelbar vor Gebrauch. Abwiegen exactly 2,1 mg Biotin-BMCC, in einem 1,5-ml-Tube sammeln und vorsichtig in 0,5 ml Dimethylsulfoxid (DMSO) zu lösen, indem auf einem Schüttler bei RT bis 8mm Konzentration (verwenden Sie nicht eine Pipette zum Aufbrechen des Pulvers zu erreichen ). </li><li> Sobald der Schritt 3,6 abgeschlossen ist, vorsichtig waschen die Perlen einmal in pH 6,2 Lysepuffer, um restliche HAM Puffer zu entfernen. Entfernen Sie den Überstand und legen Sie die Proben auf Eis. </li><li> Biotin-BMCC ist ein maliemide konjugierten Biotin-Molekül, das eine hohe Affinität zu freien Thiolgruppen der Cysteine ​​(Abbildung 1) weist. Während der Durchführung von Schritt 4,2, bereiten 0,5 ml Biotin-BMCC Buffer (Tabelle 1) pro Probe auf Arbeitsebene Konzentration zwischen 0,5 uM bis 5 uM. Konzentrationen von mehr als 5 uM wird wahrscheinlich zu sättigen das Zielprotein 6, und in der Regel nicht überschritten werden sollte, aber dies kann je nach der gewünschten Zielproteins. 0,5 ml Biotin-BMCC Puffer zu jeder Probe, und nutieren genau 1 Stunde bei 4 &amp;deg; C Nicht mehr als 1 Stunde. </li></ol> 5. Elution von Biotin-konjugiertem Zielprotein und SDS-PAGE <ol><li> Sobald der Schritt 4,3 abgeschlossen ist, vorsichtig waschen alle Proben einmal in LB pH 6,2. Bewahren Sie alle Proben auf Eis zwischen Wäschen. Entfernen 2x SDS Probenpuffer ohne Reduktionsmittel (Tabelle 1) von -20 ° C Lagerung und langsam auf Eis auftauen. </li><li> Vorsichtig waschen Proben dreimal in LB pH 7,5 + PMSF / Inhibitoren, und halten Proben auf Eis zwischen Wäschen. </li><li> Entfernen des Überstands des dritten Wäsche, so dass die pelletierten Kügelchen in einer Aufschlämmung mit verbleibenden Puffer in dem Boden des Röhrchens. Tauchen Sie ein Pipette mit einem kleinen Durchmesser Spitze (a Spitze für Gel-oder P2 Pipettenspitze sind ausreichend) in die ganz unten auf der Röhre durch den Schlamm und schnell zu sammeln alle verbleibenden Puffer, man aufpassen, nicht zu nehmen keine Perlen. </li><li> Ergänzen Sie die 2x SDS Probenpuffer mit DL-Dithiothreitol (DTT) bis zu einer Endkonzentration von 5 mM zu erreichen. Hinzufügen40-50 ul 2x Probenpuffer + 5mM DTT zu jeder Probe. Wenn nötig, Wirbel die Perlen vollständig mit dem Probenpuffer vermischt und sofort mit hoher Geschwindigkeit zentrifugiert, um alle Perlen in einem Pellet, in Probenpuffer untergetaucht zu sammeln. </li><li> Sieden alle Proben 10 Minuten lang bei 75-80 ° C. Lassen Proben cool RT für ≥ 10 min auf der Bank oben und Zentrifuge bei 16.000 xg / 3 min vollständig Pellet der Perlen. </li><li> Fügen gesamte Volumen der eluierten Protein (Überstand) von jeder Probe zu einer einzigen Spur in einem Polyacrylamidgel für Western Blot, mit SDS-PAGE 7. Alle Proben anzuordnen, so daß die Steuerung-HAM Elutionsmittel und + HAM Eluent für eine einzelne Probe unmittelbar benachbart zueinander während der SDS-PAGE (Abb. 2) ausgeführt werden. Nach der SDS-PAGE, einem PVDF oder Nitrozellulosemembran übertragen. </li></ol> 6. Western Blot und Detektion von Palmitoylierung von Target Protein <ol><li> Sobald der Schritt 5,6 abgeschlossen ist, waschen Sie die Membranzweimal in Saline (TBS 1x) für 10 min auf einer Schüttelplattform bei RT Tris-gepuffert. </li><li> Vorbereiten einer Blocking Buffer um nicht-spezifische Markierung durch Auswiegen Bovine Serum Albumin (BSA), zu 3% Gewicht in einem Volumen von TBS 1x erreichen blockieren Tween-20 + 0,05% (TBS-T), die ausreicht, um vollständig eintauchen die Membran . Für Streptavidin Blotting, immer mit BSA blockiert und nicht Milchpulver. Blockieren der Membran für 1 h bei RT auf einem Schüttler Plattform. </li><li> Bereiten Sie eine Antikörper-Lösung der TBS-T + 0,3% BSA. Hinzufügen Streptavidin-HRP-Antikörper rekonstituiert auf 1 mg / ml in destilliertem Wasser bei 1:5,000-1:10,000 verdünnt. Sobald der Schritt abgeschlossen ist 6,2, waschen die Membran einmal in TBS-T für 10 min, dann Inkubieren der Membran in Streptavidin-Antikörper-Lösung auf einem Schüttler für entweder für 1 h bei RT, oder über Nacht bei 4 ° C. </li><li> Waschen der Membran dreimal in TBS-T für 10 min auf einem Schüttler Plattform. Um die Palmitoylierung Signal zu erfassen, das HRP freizulegen Lumineszenz unter Verwendung einer chemiluminescent Substrat-Kit. </li><li> Um Palmitoylierung Ebenen zu der Menge des Proteins von Interesse, immunpräzipitiert wurde normalisieren, Streifen der Membran unter Verwendung Westernblot Stripping Puffer für 5-10 min auf einer Schüttelplattform bei RT. Die Schritte von 6,1 bis 6,4 mit dem primären Antikörper gegen das Protein von Interesse, die ursprünglich für die Immunpräzipitation verwendet wurde. </li><li> Quantifizieren Palmitoylierung des Proteins von Interesse unter Verwendung der Bildanalyse-Software, und normalisieren Palmitoylierung Ebenen zur Höhe des immunpräzipitierten Protein. </li></ol>

<ol><li>Fukata, Y., Fukata, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein+palmitoylation+in+neuronal+development+and+synaptic+plasticity%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Protein palmitoylation in neuronal development and synaptic plasticity.</a> Nat. Rev. Neurosci. 11, 161-175 (2010).</li>
<li>Kang, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+palmitoyl-proteomics+reveals+dynamic+synaptic+palmitoylation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Neural palmitoyl-proteomics reveals dynamic synaptic palmitoylation.</a> Nature. 456, 904-909 (2008).</li>
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<li>Iwanaga, T., Tsutsumi, R., Noritake, J., Fukata, Y., Fukata, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+protein+palmitoylation+in+cellular+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Prog.+Lipid+Res%22%5BJournal%5D)">Dynamic protein palmitoylation in cellular signaling.</a> Prog. Lipid Res. 48, 117-127 (2009).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Die IP-ABE-Assay präsentiert hier ist eine einfache und hochempfindliche Methode zur Detektion palmitoylierte Proteine ​​in kultivierten primären hippocampalen Neuronen, die meist von biochemischen Standardtechniken. Dies macht den Test leicht anpassbar für Labore bereits mit Western-Blot-Materialien ausgestattet. Die IP-ABE-Assay kombiniert eine Standard-Immunopräzipitation-Protokoll zu isolieren und zu immobilisieren eigenen Zielprotein durch zuvor beschriebenen ABE Chemie 2-4 gefolgt, um schnell zu erkennen Ebenen Palmitat auf einem Substrat Protein. Die ABE Technik weist ein breites Spektrum von Anwendungen zum Überprüfen palmitoylierten Proteine ​​in verschiedenen Geweben und Zelllinien, einschließlich großflächigen Palmitoyl-Proteom Screening von globalen Palmitoylierung Profile und schnellen Nachweis von Palmitoylierung Ebenen eines einzelnen Zielproteins. Vorherige Beschreibungen der ABE Chemie haben verschiedene Methoden Zelllyse und Detergenzextraktion neuronaler prot genutzteins 2, 9, freie Thiol-Blockade 10, 11, Biotinylierung, und Aufreinigung des Zielproteins 4, abhängig von der Anwendung des Experiments. Die Zugabe von Palmitat zu neuronalen Proteinen führt zu deren Ausrichtung in Richtung Zellmembranen, und Detektion des palmitoylierten Bruchteil eines Zielproteins erfordert ihre Extraktion aus dieser Membranen. Zuvor beschriebenen Methoden ABE haben eine Vielzahl von ionischen 9 und nicht-ionischen Detergenzien 8 bis gewünschten Zielproteine ​​extrahieren verwendet, und die Verwendung eines bestimmten Detergens abhängig vom Zielprotein und seiner bekannten Membranverkehr. Hier nutzen wir das nicht denaturierende und nichtionischen Detergens IGEPAL CA-630 bis palmitoylierten Proteine, die wir für die Extraktion und Detektion des palmitoylierten neuronaler Protein δ-Catenin (Abbildung 2) bestätigt wurden extrahieren. Die Struktur IGEPAL CA-630 enthält einen sperrigen und starren nicht-polaren Kopfgruppe, die nichtstören nativen Proteinkonformation oder Wechselwirkungen, die aber ihre Verbindung kann mit den hydrophoben Bereichen von Membran-assoziierten Proteinen, um dadurch Übertragung Mischbarkeit zu ihnen und ermöglicht ihre Extraktion. Viele neuronaler Proteine ​​lokalisiert dem synaptischen Membran oder postsynaptische Dichte von Synapsen extrahiert werden soll, indem IGEPAL CA-630 werden jedoch einige möglicherweise nicht vollständig löslich zu machen, und kann die Verwendung eines anderen nicht-denaturierenden Detergenz, wie Triton X-100, die erforderlich ist zuvor für ABE Chemie 2, 8 genutzt. Mehrere Beschreibungen von ABE Chemie haben auch einen anderen thiolreaktive Biotinylierungsreagenz aus dem Molekül Wir beschreiben hier, genannt Biotin-HPDP (Thermo Scientific), die auch bedingt eine unterschiedliche Mittel Proteinreinigung 4 ausgenutzt. Biotin-HPDP ist ein weiteres thiolreaktive, maliemide-konjugierten Biotin-Molekül, das eine Disulfidbindung in der Linkerarms maliemide enthält, strukturell differentiating aus Biotin-BMCC, die nicht enthält dieses Disulfidbindung. Nach Thiol-Biotinylierung eines Proteins frei oder palmitoylierten Cystein durch Biotin-HPDP, kann die resultierende Disulfid-Bindung zwischen dem Zielprotein und dem Biotin-Gruppe durch reduzierenden Reagenzien, um die Biotin-Gruppe freizugeben und zu regenerieren, die das Protein in seiner unmodifizierten Form abgespalten werden, wodurch Biotinylierung von Biotin-HPDP vorübergehend und reversibel. Daher verwenden hierfür Biotinylierungsreagenz erfordert Reinigung eines Target-Proteins durch immobilisiertes Avidin Reagenzien wie Streptavidin-beschichtete Beads. Jedoch Thiol-Biotinylierung eines Zielproteins durch Biotin-BMCC, wie hier beschrieben wird, ist stabil und relativ dauerhaft und braucht Reinigung des Zielproteins durch einen Antikörper, der gegen das Ziel, und immobilisiert auf Sepharosebeads. Beide ABE Techniken wurden bisher für große Bildschirme und Erkennung von Palmitoylierung einzelner Proteine ​​2, 8-10, 12 eingesetzt, und dieIP-ABE Assay Wir beschreiben hier optimal ist für die schnelle Erkennung der Palmitoylierung von einzelnen neuronalen Zielproteine. Eine überwältigende Mehrheit der zellulären Palmitoylierung beinhaltet die reversible Addition von Palmitat an die Thiolgruppe von Cysteinen (sog. S-Palmitoylierung, die wir als &#39;Palmitoylierung&#39; in diesem Protokoll zu verallgemeinern), sind jedoch eine sehr begrenzte Gruppe von Proteinen zu irreversiblen Palmitoylierung am Glycin ausgesetzt und Cysteinreste durch die Bildung stabiler Amidbindungen, N-Palmitoylierung 13 bezeichnet. Eine Einschränkung von ABE Chemie ist ihre Unfähigkeit, N-Palmitoylierung wegen der Stabilität der Amidbindung zu detektieren, und so Screening einer neuartigen Zielprotein für Palmitoylierung sollte bestätigt mit 3H-Palmitat metabolische Markierung 1 werden. Wie zuvor erwähnt, kann die IP-ABE Assay zur Untersuchung leicht Palmitoylierung in Proteinextrakten aus verschiedenen Quellen, einschließlich tran angepasst werdensfected heterologen Zelllinien, primären Gewebes und primären neuronalen Kulturen von verschiedenen Gehirnregionen. Die IP-ABE Assay wurde für die Prüfung Palmitoylierung ausreichenden mutierten Cystein-zu-Serin Proteine ​​an der Position eines Cysteins palmitoylierten entlang eines Zielproteins 8 kennzeichnen, der für die Prüfung dynamischer Palmitat Umsatz an synaptischen Proteinen in kultivierten Neuronen unter basalen Bedingungen 10 verwendet worden, und Veränderungen in Palmitoylierung Ebenen neuronaler Proteine ​​nach Induktion der neuronalen Aktivität 9. Die Empfindlichkeit und Anpaßbarkeit der IP-ABE Assay ideal geeignet ist für die Prüfung Palmitoylierung Profilen neuronaler Proteine ​​und optimale zur Erfassung dynamischer Veränderungen Palmitoylierung.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenz </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> IGEPAL CA-630 </td><td> Sigma </td><td> I8896 </td><td></td></tr><tr><td> PMSF </td><td> Fluka </td><td> 93482 </td><td></td></tr><tr><td> Protease Inhibitor Cocktail </td><td> Roche Complete Mini </td><td> 11 836 153 001 </td><td></td></tr><tr><td> NEM </td><td> Sigma </td><td> E3876 </td><td></td></tr><tr><td> HAM-Lösung </td><td> Sigma </td><td> 46780-4 </td><td></td></tr><tr><td> BCA Protein Assay Kit </td><td> Thermo Scientific </td><td> 23225 </td><td> Die Kompatibilität mit ausgewählten Reinigungsmittel </td></tr><tr><td> Protein G / A-Sepharose-Kügelchen beschichtete </td><td> GE Healthcare </td><td> 17-6002-35 </td><td></td></tr><tr><td> Biotin-BMCC </td><td> Thermo Scientific </td><td> 21900 </td><td></td></tr><tr><td> Streptavidin-HRP </td><td> Thermo Scientific </td><td> 21126 </td><td> Rekonstituieren mit 1 mg / ml in Wasser </td></tr><tr><td> Western Blot Stripping Buffer </td><td> Thermo Scientific </td><td> 21059 </td><td></td></tr></tbody></table>

detektion von protein palmitoylierung in kultivierten hippocampus-neuronen durch immunopräzipitation und acyl-biotin exchange (abe)

Detection of Protein Palmitoylation in Cultured Hippocampal Neurons by Immunoprecipitation and Acyl-Biotin Exchange (ABE)

Palmitoylierung ist eine posttranslationale Modifikation, die Lipid die Befestigung einer 16-Kohlenstoff-gesättigten Fettsäure, Palmitat, um Cysteinreste des Substrats durch eine labile Proteine ​​Thioesterbindung [Übersicht in 1]. Palmitoylierung von einem Substrat-Protein erhöht die Hydrophobie, und in der Regel erleichtert die Bekämpfung Richtung Zellmembranen. Neuere Studien haben gezeigt, Palmitoylierung einem der häufigste Lipidmodifikationen in Neuronen 1, 2 sein, was nahe legt, dass Palmitat Umsatz ist ein wichtiger Mechanismus, durch den diese Zellen regulieren die Targeting und Trafficking von Proteinen. Die Identifizierung und Erkennung von palmitoylierten Substrate können und daher besser unser Verständnis von Protein-Trafficking in Neuronen. Detektion von Protein Palmitoylierung in der Vergangenheit wurde technisch aufgrund des Fehlens einer Konsensussequenz unter Substratproteine ​​behindert, und die Abhängigkeit von metabolischen labeling von Palmitoyl-Proteine ​​mit 3 H-Palmitat, ein zeitaufwändiger biochemischen Assay mit niedriger Empfindlichkeit. Entwicklung des Acyl-Biotin Exchange (ABE) Assay ermöglicht schnelleren und hohe Empfindlichkeit Nachweis von Proteinen palmitoylierten 2-4 und ist optimal zur Messung des dynamischen Umsatz von Palmitat auf neuronalen Proteinen. Die ABE Assay wird von drei biochemischen Schritten (Figur 1) umfasst: 1) irreversiblen Blockade von unmodifizierten Cystein-Thiolgruppen unter Verwendung von N-ethylmaliemide (NEM), 2) spezifische Spaltung und Demaskierung der palmitoylierten Cystein die Thiolgruppe von Hydroxylamin (HAM) und 3) selektive Markierung des palmitoylierten Cystein mit einem Thiol-reaktiven Biotinylierungsreagenz, Biotin-BMCC. Die Reinigung der Thiol-biotinylierten Proteine ​​nach den ABE Schritte hat unterschieden, je nach dem allgemeinen Ziel des Experiments. Hier beschreiben wir eine Methode, um eine palmitoylierten Protein von Interesse in der primären Hippocamp reinigenal Neuronen durch einen anfänglichen Immunopräzipitation (IP) unter Verwendung eines Antikörpers gegen das Protein, von dem ABE und Western Blot-Assay zum direkten Messen Palmitoylierung Niveaus dieses Proteins, der die IP-ABE Assay bezeichnet wird gefolgt gerichtet. Low-Density-Kulturen von embryonalen Ratten hippocampalen Neuronen wurden häufig verwendet, um die Lokalisation, Funktion und Menschenhandel neuronaler Proteine ​​zu untersuchen, so dass sie ideal geeignet für die Untersuchung neuronaler Protein Palmitoylierung über die IP-ABE-Assay. Die IP-ABE Assay erfordert hauptsächlich Standard IP und Western Blot Reagenzien und wird nur durch die Verfügbarkeit von Antikörpern gegen das Zielsubstrat begrenzt. Dieser Assay kann leicht zur Reinigung und zum Nachweis von transfizierten palmitoylierten Proteine ​​in heterologen Zellkulturen, primären neuronalen Kulturen von verschiedenen Hirngewebe von Maus und Ratte abgeleitet sind und auch primäre Hirngewebe selbst angepasst werden.

Die IP-ABE Assay detektiert spezifisch Thiol-Palmitoylierung von Cysteinresten entlang Substrat Proteine ​​und können verwendet werden, um die Palmitoylierung von immunpräzipitierten neuronaler Proteine ​​in einer Weise in 1 dargestellt detektieren. Behandlung des Proteins mit neuronalen immunpräzipitierten HAM (Abbildung 1) spaltet die Thioesterbindung zwischen Palmitat und einem Cystein der Thiolgruppe, so dass für spezifische Einbau von Biotin-BMCC auf die neu verfügbaren Thiolgruppe, die anschließend nachgewiesen werden kann unter Verwendung von Western Blotting. Das Weglassen HAM (minus-HAM) Spaltung verhindert die Inkorporation von Biotin-BMCC und fungiert als negative Kontrolle für Palmitoyl-spezifische Biotinylierung des Plus-HAM Probe, und sollte daher stets benachbarte laufen an den Plus-HAM Probe werden für westlichen Blotting durch SDS-PAGE (Abb. 2). In einer optimierten Experiment (2A), die PalmitoylierungSignal der neuronalen Proteinextravasation δ-Catenin 2 kann leicht durch Blotting für Biotin-BMCC bei einer Konzentration von 1 nM, unter Verwendung von Streptavidin, konjugiert mit HRP, gegen parallel minus-und plus-HAM Proben nachgewiesen werden. Die spezifische Palmitoylierung Signal für δ-Catenin erscheint an dessen vorhergesagten Größe von 160kD, nur in der Plus-HAM Probe. Die Spezifität dieses Signals wurde durch Rehybridisierung für δ-Catenin mit dem spezifischen Antikörper, die ursprünglich verwendet wurde, um es immunpräzipitieren, was in einem Signal in beiden HAM Behandlungen gleichzeitig vorhergesagten Größe bestätigt. Optimierung der IP-ABE Assay (2A) wird in einem Western-Blot-Profil einer Minus-HAM Probe, die leicht von dem Plus-HAM Probe führen wird und eine minimale bis keine Palmitoylierung Signal. Die Konzentration von Biotin-BMCC zur palmitoylierten Cysteine ​​beschriften erfordert eine sorgfältige Optimierung, und wenn ein super-Sättigungskonzentration von biOtin-BMCC wird während der ABE Chemie Schritte (2B), übermäßige Hintergrund und unspezifische Signale sichtbar sein wird. Eine lineare Kennlinie für die Biotinylierung eines palmitoylierten neuronaler Protein, dem nikotinischen Acetylcholinrezeptor α7, unter Verwendung von Biotin-BMCC wurde zuvor 6 bestimmt und zeigt nahezu vollständigen Sättigung bei einer Konzentration von 5-10 pM. Obwohl die optimale Konzentration von Biotin-BMCC wird abweichen leicht je nach neuronalen Zielprotein, wird die Behandlung mit Biotin-BMCC in einer Konzentration von mehr als 5 uM wahrscheinlich super-Sättigung des Zielproteins und resultieren in einem Western Blot Profil mit sichtbarer Hintergrund und unspezifische Signale. Eine Konzentration von 0,5 pM für Biotin-BMCC wurde zuvor verwendet, um die Palmitoylierung von anderen neuronalen Proteinen einschließlich SNAP-25, Huntingtin, AMPA-Rezeptor-Untereinheiten und GluA1 GluA2 und Paralemmin 8, und Bestimmung der optimalen Konzentration eines neuartigen detektierenZielprotein kann durch Versuch und Irrtum in linearer Weise bewerkstelligt werden, beginnend im Bereich von 0,5 bis 5 uM, daß wir hier beschreiben. Die daraus resultierenden Streptavidin Western-Blot-Profile unter den Minus-und Plus-HAM Proben für δ-Catenin Palmitoylierung ähnlich aussehen, wenn sie mit 4 uM Biotin-BMCC (2B), mit zusätzlichen Hintergrundinformationen Signalen in verschiedenen Größen, so dass unangemessen Biotinylierung aufgetreten ist behandelt. Hydroxylamin ist ein starkes Reduktionsmittel, das zu begrenzter Abbau des Zielproteins neben seiner effizienten Spaltung Thioesterbindung. Folglich erfordert Optimierung ABE Chemie ein, die Menge an Protein für immunpräzipitierten minus-und plus-HAM Proben (Schritte 3.2 - 3.3) verwendet normalisieren. Normalisierung erfordert die Verwendung der doppelten Menge an immobilisiertem Zielprotein in der Plus-Minus-vs-HAM Probe, die tatsächlich zu ununterscheidbar western Blotting Profile für das Zielprotein, wie für δ-Catenin (Abbildung 2A, B) gezeigt. Wenn jedoch die Menge der immobilisierten Ziel-Protein nicht zwischen minus-und plus-HAM Proben normalisiert, kann das resultierende Westernblot Signal für das Zielprotein in der Plus-HAM Probe verloren, da für δ-Catenin gezeigt, wenn gleiche Mengen an Protein wurden in beiden Behandlungen HAM (2C) verwendet. Die Spezifität der ABE Chemie für die Kennzeichnung palmitoylierte Proteine ​​ist sehr empfindlich und erfordert die Optimierung. Die häufige Fehler bei der IP-ABE Assay angetroffen umfassen die suboptimalen Ergebnissen in den 2B und 2C gezeigt, und Abbau des Zielproteins, unabhängig von HAM Behandlung, die typischerweise durch ältere Reagenzien und Puffer verursacht werden und falsche pH. Um diese Fehler zu vermeiden und zu korrigieren suboptimale ABE Chemie, die Frische und Konzentration der Reagenzien für die erforderlichePuffern in Tabelle 1 aufgelisteten sollte immer geprüft werden, und die pH-Einstellungen aller Puffer sollten immer vor der Ausführung des Experiments überprüft werden. <table border="1"><tbody><tr><td colspan="2"> Puffer </td><td> Working Concentration </td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> Lysispuffer (LB) </td><td> In destilliertem H 2 O: 1% IGEPAL CA-630 50 mM Tris-HCl pH 7,5 150 mM NaCl 10% Glycerin </td><td> N / A </td><td> Vorbereiten, bevor Experiment und bei 4 ° C </td></tr><tr><td> NEM-Lösung </td><td> In 100% EtOH: NEM lyophilisierte Pulver </td><td> 2 M </td><td> Ansetzen, unmittelbar vor Gebrauch. </td></tr><tr><td> Strenge Buffer </td><td> In LB: 10 mM MEM 0,1% SDS </td><td> N / A </td><td> Planen kurz vor Gebrauch auf Eis zu halten. </td></tr><tr><td> LB pH 7,2 </td><td> In LB: pH-Wert auf genau 7,2 </td><td> N / A </td><td> Verwenden Sie einen pH-Meter auf pH unmittelbar vor Gebrauch einzustellen. </td></tr><tr><td> HAM Buffer </td><td> In LB pH 7,2: Auf HAM-Lösung </td><td> 1 M (final HAM Konzentration) </td><td> Planen unmittelbar vor Gebrauch. </td></tr><tr><td> LB pH 6,2 </td><td> In LB: Der pH-Wert exakt 6,2 </td><td> N / A </td><td> Gleiche wie für LB pH 7,2 </td></tr><tr><td> Lager Biotin-BMCC Lösung </td><td> In DMSO: 2,1 mg Biotin-BMCC Lösung </td><td> 8 mM </td><td> Planen unmittelbar vor Gebrauch. </td></tr><tr><td> Biotin-Buffer BMCC </td><td> In LB pH 6,2: In Biotin-BMCC Lösung </td><td> 1 bis 5 uM (final Biotin-BMCC Konzentration) </td><td> Planen unmittelbar vor Gebrauch. </td></tr><tr><td> 2x SDS Sample Buffer, keine Reduktionsmittel </td><td> In destilliertem H 2 O: 5% SDS 5% Glycerol 125mm Tris-HCL pH 6,8 0,01% Bromphenolblau </td><td> N / A </td><td> Vorbereiten, bevor Experiment, und bei -20 ° C bis zur Verwendung. Ergänzung mit 5 mM DTT vor Gebrauch. </td></tr></tbody></table> Tabelle 1. Puffer und Reagenzien für die IP-ABE-Assay benötigt. Viele der Lysepuffer kann vor Beginn des Experiments, aber der pH-Wert sollte überprüft werden und unmittelbar vor der Verwendung mit einem pH-Meter eingestellt, um den Erfolg der ABE Chemie sicher vorbereitet werden. Die Mehrheit der Stammlösungen sollten bereit sein, für jedes Experiment frisch, unmittelbar vor Gebrauch. Viele der Puffer erfordern Reagenzien in den meisten Laboratorien für Biochemie ausgestattet und spezielle Reagenzien mit Lieferanteninformationen sind in der Tabelle von Reagenzien und Geräten angegeben. <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/50031/50031fig1.jpg" alt="Abbildung 1" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50031/50031fig1highres.jpg" /> Abbildung 1. Schema der Immunpräzipitation und Acyl-Biotin Exchange (IP-ABE) Assay zur Reinigung und detektieren Palmitoylierung neuronaler Proteine. Kultivierten hippocampalen Neuronen lysiert werden, (1) ein Ziel-Protein wird dann unter Verwendung einer Ziel-spezifischen Antikörper, und immobilisiert auf Sepharose Kügelchen mit Protein G oder A beschichtet Das gereinigte Zielprotein dann (2) mit N-ethylmaliemide (NEM) irreversibel zu binden und blockieren freie Thiol (-SH) Gruppen entlang unmodifizierte Cysteine ​​(C). Das Zielprotein wird dann (3) auf eine Behandlung mit Hydroxylamin (HAM) unterzogen, wodurch spezifische Spaltung von Bindungen an Thioester palmitoylierten Cysteinen und die Demaskierung eines freien palmitoylierten Thiolgruppe (-SH). Als nächstes wird das Zielprotein (4) treated mit einem Thiol-reaktiven Biotin-Molekül, Biotin-BMCC, wodurch spezifische Biotinylierung des Cysteins palmitoylierten. Schließlich, (5) das biotinylierte Zielprotein eluiert und aus dem Antikörper und Wulst. Das Zielprotein mit seinen palmitoylierten Cystein (s) mit Biotin markiert ist nun für SDS Polyacrylamid-Gelelektrophorese (SDS-PAGE) und Western-Blot mit Streptavidin für Palmitoylierung des gereinigten neuronalen Protein nachzuweisen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50031/50031fig1large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen</a> . <img src="/files/ftp_upload/50031/50031fig2.jpg" alt="Abbildung 2" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50031/50031fig2highres.jpg"/> Abbildung 2. Detektion Palmitoylierung des neuronalen Proteinextravasation δ-Catenin unter Verwendung der IP-ABE Assay. Primären Ratten hippocampalen Neuronen wurden als Pre gezüchtetbisher beschriebenen 5, bei einer Dichte von 130 Zellen / mm 2 bis zur Fälligkeit bei 14DIV wurden dann lysiert, und einer der IP-ABE Assay Palmitoylierung eines kürzlich identifizierten palmitoyliert neuronalen Substrat, δ-Catenin 2 zu erfassen. Gereinigtes Immunpräzipitaten (IPs) von δ-Catenin (Zielprotein) wurden isoliert unter Verwendung von 5 ug δ-Catenin-Antikörper pro Probe (BD Transduction Laboratories), und wurden dann in SDS-PAGE parallel minus-und plus-hydroxylamin (HAM) ausgesetzt Proben. Palmitoylierung wurde durch Western-Blot (WB) mit Streptavidin-HRP (Palmitoylierung) erfasst wird, und die Membran wurde gestrippt und einer reprobe WB für δ-Catenin. (A) Eine optimierte repräsentativen IP-ABE Ergebnis für palmitoylierten δ-Catenin (Pfeilspitze) behandelt mit 1 uM Biotin-BMCC, welche die Spezifität der ABE Chemie zum Nachweis von Thiol-palmitoylierten Proteine ​​aus IP Proben. (B) A sub-optimal vertretenrepräsentativen IP-ABE Ergebnis für δ-Catenin, in denen ein Überschuß Konzentration von 4 Biotin-BMCC uM verwendet wurde, was zu nicht-spezifische Signale und Hintergrund in beiden minus-und plus-HAM Proben (Pfeile). (C) Ein weiterer suboptimalen repräsentativen IP-ABE WB für δ-Catenin, in denen eine übermäßige Konzentration von 4 uM Biotin-BMCC verwendet wurde, und der Menge an Protein für die plus-HAM IP Probe verwendet wurde nicht für HAM-vermittelte normalisiert Proteinabbau, was zu einem Signal verloren in der reprobe WB für δ-Catenin. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50031/50031fig2large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen</a> .

Die reversible Zugabe von Palmitat an Proteine ​​ist ein wichtiger Regulator des intrazellulären Protein-Trafficking. Dies ist von besonderem Interesse, wo viele Neuronen synaptische Proteine ​​palmitoyliert. Wir nutzen einen einfachen biochemischen Verfahren zur palmitoylierten Proteinen in kultivierten Neuronen, die für mehrere Zelltypen und Gewebe angepasst werden kann zu detektieren.

Detektion von Protein Palmitoylierung in kultivierten Hippocampus-Neuronen durch Immunopräzipitation und Acyl-Biotin Exchange (ABE)

Palmitoylation is a post-translational lipid  modification involving the attachment of a 16-carbon saturated fatty acid,  palmitate, to cysteine residues ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, poidverwandte neuronale Proteine aus kultivierten Neuronen mit einem einfachen und anpassungsfähigen biochemischen Assay zu isolieren und nachzuweisen. Dies wird durch Extraktion und Immobilisierung des Zielproteins in Gegenwart von Ethyl oder NEM erreicht, um die Blockierung aller freien Thiolgruppen sicherzustellen. Der zweite Schritt besteht darin, das immobilisierte Zielprotein mit Hydroxylmittel oder Schinken zu behandeln, um die Thioesterbindung zwischen dem palmierten Cysteinrest und dem Palmitatmolekül zu spalten.Dadurch wird die Gruppe im Palmat-Cystin-Stil frei und steht im dritten Schritt für die Beschriftung zur Verfügung. Das immobilisierte Zielprotein wird mit Biotin B-M-C-C-A-dateispezifisches Molekül inkubiert, das mit Biotin markiert ist, dieses Biotin elisiert und markiert die Thile-Gruppe, die ursprünglich pyl war. Der letzte Schritt besteht darin, den Pationsgrad des Zielproteins durch SDS-Seite und Western Blotting für Strp Aden zu bestimmen.Letztendlich wird der IP A BE-Assay verwendet, um den Gehalt des Lipidpalmitats nachzuweisen, das reversibel an ein neuronales Zielprotein gebunden ist, und kann auch subtile Veränderungen in Zielproteinen nachweisen. Sättigungsstufen. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie dem Nachweis von Proteinen, der Handflächenverstümmelung mittels metabolischer Markierung mit dem Merkmal A Palmat besteht darin, dass der Acylbiotin-Austauschassay empfindlicher und weniger zeitaufwändig ist.Der A BE-Assay ermöglicht auch eine quantitativere Abschätzung der Handflächenverstümmelung und eignet sich optimal zum Nachweis kleiner Veränderungen im Ausmaß der Handflächenverstümmelung. Obwohl diese Methode Einblicke in die Identifizierung von palmierten Proteinen und kultivierten Hippocampus-Neuronen geben kann, kann sie auch auf andere Systeme wie primäre neuronale Kulturen aus anderen Gehirnregionen, heterologe Zelllinien und sogar Primärgewebe angewendet werden. Um mit der Extraktion des Zielproteins aus kultivierten primären Hippocampus-Neuronen zu beginnen, bereiten Sie den Lysepuffer und die NEM-Lösung vor, wie in dem schriftlichen Verfahren zu diesem Video beschrieben.Kombinieren Sie anschließend den Lysepuffer und die NEM-Lösung, indem Sie 0,5 Milliliter zweimolare NEM-Lösung in ein frisches konisches 50-Milliliter-Röhrchen geben. Geben Sie 20 Milliliter Lysepuffer darüber. Fügen Sie immer zuerst die NEM-Ethanollösung und dann den Lysepuffer hinzu, um die beiden in einem vier Grad Celsius kalten Raum richtig zu mischen, legen Sie die Mischung schnell auf eine Wippplattform, um sie fünf Minuten lang vollständig zu mischen.Entfernen Sie kultivierte primäre Hippocampus-Neuronen der Ratte aus dem Inkubator Anweisungen zum Kulturen. Die Neuronen sind im Text zu finden, nachdem die kultivierten Neuronen auf Eis gelegt wurden. Entfernen Sie vorsichtig das Mobilfunkmedium.Waschen Sie die Neuronen zweimal vorsichtig mit kalter, phosphatgepufferter Kochsalzlösung. Geben Sie anschließend 300 Mikroliter Lysepuffer plus 50 millimolare NEM in die erste Vertiefung der Hippocampus-Neuronen und kratzen Sie die Zellen mit einem Einweg-Zellheber ab. Sammeln Sie das Zelllysat und entladen Sie das Lysat in die nächste Vertiefung dieser Gruppe.Kratzen Sie die Zellen innerhalb der zweiten Vertiefung mit dem Zellheber ab. Sammeln Sie und wiederholen Sie den Vorgang bei Bedarf mit einer dritten Vertiefung. Um das Lysat weiter zu konzentrieren, sammeln Sie das Zelllysat in einem vorgekühlten 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen.Geben Sie 100 Mikroliter Lysepuffer plus 50 millimolare NEM in die erste Vertiefung und wiederholen Sie den Schweißabstreifvorgang, um das verbleibende Zelllysat aufzufangen. Geben Sie das gesamte Zelllysat fünf- bis sechsmal durch eine 26 1/2 Gauge-Spritze, um die mechanische Lyse zu unterstützen. Achten Sie darauf, keine Blasen in die Lösung zu blasen.Mutieren Sie das Zelllysat nach der Zentrifugation mindestens 30 Minuten lang bei vier Grad Celsius. Sammeln Sie das geklärte Zelllysat in einem neuen, vorgekühlten 1,5-Milliliter-Röhrchen auf Eis. Wiederholen Sie das demonstrierte Ernteprotokoll für alle Zellgruppen.Messen Sie die Proteinkonzentration in allen Lysatproben mit dem BCA-Assay. Gemäß den Anweisungen des Herstellers. Normalisieren Sie das Volumen aller Lysatproben aus Zellgruppen so, dass es genau das gleiche Protein mit einem empfohlenen Minimum von 500 Mikrogramm enthält.Füllen Sie alle Proben mit Lysepuffer plus 50 Millimolar NEM auf 500 Mikroliter Gesamtvolumen auf. Geben Sie anschließend ein bis fünf Mikrogramm Primärantikörper, der gegen das Zielprotein gerichtet ist, zu jeder Lysatprobe. Mutieren Sie den Antikörper und lysieren Sie gemischte Proben über Nacht bei vier Grad Celsius, bevor Sie ein Zielprotein ausfällen und immobilisieren.Bereiten Sie eine 50%ige Aufschlämmung mit Protein A oder Protein G beschichteten SRO-Geschwindigkeiten vor, wie im schriftlichen Protokoll beschrieben. Als letzten Schritt wird jeder Antikörperlysatprobe ein gleiches Volumen von 50 % Aufschlämmung zugesetzt und mindestens eine Stunde lang bei vier Grad Celsius mutiert. Bei der Durchführung von ael sind der richtige pH-Wert und die richtige Temperatur aller Puffer und Reagenzien sowie deren Frische entscheidend.Um ein erfolgreiches Experiment zu gewährleisten. Beginnen Sie die Teilung des Schinkens mit der Vorbereitung einer Reihe von Röhrchen mit Lysepuffer unterschiedlicher pH-Werte. Der pH-Wert ist für diese Schritte sehr wichtig und sollte immer angepasst werden.Bereiten Sie mit einem pH-Messgerät pro Probe zwei Milliliter Lysepuffer pH 7,2 und 0,5 Milliliter stringenten Puffer vor, der in Lysepuffer hergestellt wurde. Bereiten Sie außerdem 0,5 Milliliter Lysepuffer plus 10 Millimolar NEM pro Probe vor. Fügen Sie allen Lysepuffern PMSF- und Proteasehemmer-Tabletten hinzu.Hydroxylmittel oder Schinken wird verwendet, um die Thioesterbindung zwischen dem palmierten Cystein und der Palmitatfettsäure zu spalten. Dies ist wichtig, um die palmierte Cystein-Stilgruppe freizugeben und für die Markierung mit Biotin verfügbar zu machen. Das Weglassen der Schinkenspaltung kann daher als sinnvolle Negativkontrolle dienen.Bereiten Sie nach der Inkubation des Antikörpers mit dem Zelllysat zusätzliche 1,5-Milliliter-Röhrchen auf Eis vor, die als Minusschinkenkontrolle gekennzeichnet sind. Zentrifugieren Sie dann mit den Kügelchen alle Probenkügelchen vorsichtig bei 0,5 mal G für eine Minute bei vier Grad Celsius, wobei die Röhrchen auf Eis gestellt werden. Entfernen Sie den Überstand und die Wiederbelebung, suspendieren Sie die Kügelchen in 600 Mikrolitern Lysepuffer plus 10 Millimolar NEM.Nach dem Suspendieren aller Probenkügelchen durch die Resus werden sofort 200 Mikroliter der Lysatkügelchenaufschlämmung der Proben gesammelt und in das Minusröhrchen der Probe auf Eis abgegeben, wobei 400 Mikroliter der Lysatperlenaufschlämmung jeder Probe im Röhrchen für die Plus-Schinken-Probe verbleiben. Dies soll dem begrenzten Abbau des Zielproteins durch die Schinkenbehandlung Rechnung tragen. Ein Drittel der Kügelchen wird für die Minus-Schinken-Behandlung und die restlichen zwei Drittel für die Plus-Schinken-Behandlung verwendet.Geben Sie weitere 300 Mikroliter Lysepuffer plus 10 Millimolar NEM in die Minusschinkenprobe. Pipettieren Sie weitere 100 Mikroliter in die Plus-Schinkenprobe, so dass sich in jeder Probe insgesamt 500 Mikroliter befinden. Die Röhrchen werden 10 Minuten lang auf Eis inkubiert und dann die Minusschinken- und Plusschinkenproben wie im schriftlichen Verfahren beschrieben gewaschen, nachdem die Probe bei 0,5 Millilitern pro Probe mit Lysepuffer pH 7,2 auf alle Minusschinkenproben gewaschen wurde.0,5 Milliliter Schinkenpuffer pro Probe zu allen plus Schinkenproben hinzufügen. Anschließend mutieren Sie alle Proben für eine Stunde bei Raumtemperatur. Nicht länger als eine Stunde nach der Schinkenbehandlung einnehmen.Acylbiotinaustausch durch Biotin-BMCC-Markierung durchführen, wie im schriftlichen Verfahren beschrieben. Sobald die BMCC-Markierung von Biotin abgeschlossen ist, waschen Sie die Proben vorsichtig, wie im Text beschrieben. Entfernen Sie den Überstand der Endwäsche und belassen Sie die pelletierten Kügelchen in einer Aufschlämmung mit dem restlichen Puffer am Boden des Rohrs.Tauchen Sie eine Pipette mit einer Spitze mit kleinem Durchmesser durch die Aufschlämmung in den Boden des Röhrchens und sammeln Sie schnell den restlichen Puffer auf. Achten Sie darauf, keine Perlen aufzunehmen. Geben Sie 40 bis 50 Mikroliter von zwei x Probenpuffer plus fünf millimolare DTT zu jeder Probe.gegebenenfalls. Wirbeln Sie die Kügelchen vor, um sich vollständig mit dem Probenpuffer zu vermischen, und zentrifugieren Sie sofort mit hoher Geschwindigkeit, um alle Kügelchen in einem Pellet zu sammeln, das in Probenpuffer getaucht ist. Nach dem Kochen der Proben und dem erneuten Zentrifugieren wird das gesamte Volumen des entweichenden Proteins im Überstand jeder Probe in eine einzelne Spur innerhalb eines Polyacrylamid-Gels gegeben, das für Western Blotting geeignet ist.Organisieren Sie auf der SDB-Seite alle Proben so, dass die Minusschinkensteuerung elu und die Plusham-Steuerung elu für eine einzelne Probe unmittelbar nebeneinander ausgeführt werden. Während der SDS-Seite auf die SDS-Seite, die auf die A-P-V-D-F- oder NITROCELLULOSE-Membran übertragen wird, beginnen Sie mit dem Western Blotting mit Waschen und Blockieren, wie im schriftlichen Verfahren beschrieben, bereiten Sie eine Antikörperlösung von TBST plus 0,3 % BSA vor und fügen Sie den Streptavidin HRP-Antikörper hinzu, der zu einem Milligramm pro Milliliter in destilliertem Wasser rekonstituiert wurde. Waschen Sie die Membran einmal 10 Minuten lang in TBST.Dann inkubieren Sie die Membran in STREPTAVIDIN-Antikörperlösung auf einer Wippplattform entweder eine Stunde lang bei Raumtemperatur oder über Nacht bei vier Grad Celsius. Waschen Sie die Membran dreimal in TBST für 10 Minuten auf einer Schaukelplattform. Um das Pationssignal zu detektieren, exponieren Sie die HRP-Lumineszenz mit einem Chemilumineszenz-Substratkit, um die Pationsniveaus auf die Menge des interessierenden Proteins zu normalisieren, die immunpräzipitiert wurde.Sie die Membran mit Western Blott Stripping Buffer für fünf bis 10 Minuten auf einer Wippplattform bei Raumtemperatur. Wiederholen Sie die Western-Blotting-Schritte mit dem primären Antikörper gegen das Protein von Interesse, das ursprünglich für die Immunpräzipitation verwendet wurde. Quantifizieren Sie die Pation des interessierenden Proteins mit Hilfe einer Bildanalysesoftware und normalisieren Sie die Pationsniveaus auf die Menge des immunpräzipitierten Proteins.Der I-P-A-B-E-Assay weist spezifisch die Pation von Cystinresten entlang von Substratproteinen nach und kann zum Nachweis der Pation von immunpräzipitierten neuronalen Proteinen verwendet werden. Behandlung des immunpräzipitierten neuronalen Proteins mit Schinkenspalten, wobei die Thioesterbindung zwischen Palmitat und Sixtin-Thal-Gruppe einen spezifischen Einbau von Biotin BMCC in die neu verfügbare Dateigruppe ermöglicht, die anschließend mittels Western Blot nachgewiesen werden kann. Der Wegfall der Schinkenspaltung verhindert den Einbau von Biotin BMCC und dient als Negativkontrolle für die spezifische poid Biotin-Hochstimmung der Plus-Schinkenprobe.Daher sollte die Minus-Schinken-Kontrolle immer neben der Plus-Schinken-Probe für das Western-Blotting auf der SDS-Seite durchgeführt werden. In einem optimierten Experiment kann das Pationssignal des neuronalen Proteins delta Catenin leicht nachgewiesen werden, indem Biotin BMCC in einer Konzentration von einem Mikromolar unter Verwendung von Streptavidin, konjugiert mit HRP, gegen parallele Minus- und Plusschinkenproben geplottet wurde. Das spezifische Pationssignal für delta Kain erscheint bei seiner vorhergesagten Größe von 160 Kilodalton nur in der Plus-Hand-Stichprobe.Die Spezifität dieses Signals wurde durch eine erneute Untersuchung auf delta CATENIN mit dem spezifischen Antikörper bestätigt, der ursprünglich zur Immunpräzipitation verwendet wurde, was zu einem Signal in beiden Schinkenbehandlungen bei der gleichen vorhergesagten Größe führte. Die Optimierung des I-P-A-B-E-Assays führt zu einem Western-Blotting-Profil einer Minus-Schinken-Probe, das leicht von der Plus-Schinken-Probe unterscheidbar ist und ein minimales bis kein Pationssignal aufweist. Die Konzentration von Biotin BMCC, die zur Markierung von PALMATED CYSTINEN verwendet wird, erfordert eine sorgfältige Optimierung, und wenn eine übersättigende Konzentration von Biotin BMCC während der A BE-Chemieschritte verwendet wird, werden übermäßige Hintergrund- und unspezifische Signale sichtbar sein.Die resultierenden gestrippten Avid-in-Western-Blob-Profile unter den Minus- und Plus-Schinkenproben für Delta-Catin- und Palmenverstümmelung erscheinen ähnlich, wenn sie mit vier mikromolaren Biotin-BMCC mit zusätzlichen Hintergrundsignalen in unterschiedlichen Größen behandelt wurden, was darauf hindeutet, dass unangemessenes Biotin aufgetreten ist. Da Hydroxylamin ein starkes Reduktionsmittel ist, das zu einem begrenzten Abbau des Zielproteins führt, ist es notwendig, die Menge an immunpräzipitiertem Protein, die für Minus- und Plus-Schinkenproben verwendet wird, zu normalisieren. Die Normalisierung erfordert die Verwendung der doppelten Menge an immobilisiertem Zielprotein in der Plus- gegenüber der Minus-Schinkenprobe, was zu nicht unterscheidbaren Western-Blotting-Profilen für das Zielprotein führt, wie sie für Delta-Catenin gezeigt werden.Wenn jedoch die Menge des immobilisierten Zielproteins zwischen Minus- und Plus-Schinkenproben nicht normalisiert wird, kann das resultierende Western-Blot-Signal für das Zielprotein in der Plus-Schinkenprobe verloren gehen, wie für Delta-Catenin gezeigt, wenn bei beiden Schinkenbehandlungen gleiche Proteinmengen verwendet wurden. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie das von Ihnen gewählte neuronale Protein aus kultivierten Hippocampus-Neuronen extrahieren können. Verwenden Sie eine BE-Chemie, um in kürzester Zeit zu erkennen, ob es sich um ein Substrat für die Handflächenverstümmelung handelt, und um dieses Protokoll für die Verwendung in anderen Zelllinien und Geweben anpassen zu können.

detection-protein-palmitoylation-cultured-hippocampal-neurons

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

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Die Untersuchung der Fettacylierung hat wichtige Auswirkungen auf zelluläre Proteininteraktionen und -krankheiten. Hier wird ein modifiziertes Protokoll zur Verbesserung der Klickchemie von fettacylierten Proteinen vorgestellt, das in verschiedenen Zelltypen angewendet und mit anderen Assays, einschließlich Pulse-Chase und Massenspektrometrie, kombiniert werden kann.

Optimierter Einbau von Alkynyl-Fettsäure-Analoga zum Nachweis von fettacylierten Proteinen mittels Klickchemie

Ein neuronales Lysosomen-Proximity-Markierungs-Proteomik-Protokoll wird hier beschrieben, um die dynamische lysosomale Mikroumgebung in humanen induzierten pluripotenten Stammzell-abgeleiteten Neuronen zu charakterisieren. Lysosomale Membranproteine und Proteine, die mit Lysosomen interagieren (stabil oder vorübergehend), können in dieser Methode mit hervorragender intrazellulärer räumlicher Auflösung in lebenden menschlichen Neuronen genau quantifiziert werden.

Charakterisierung des neuronalen Lysosomen-Interaktoms mit Proximity-Markierungsproteomik

Das Protokoll stellt eine Methode für die kovalente In-vivo-Bindung von Biotin an Proteine vor, die auf ihrer Nähe zu einer Biotin-Ligase basiert, die mit einem Protein von Interesse fusioniert ist. Diese Modifikation ermöglicht eine selektive Anreicherung der Proteine mit Streptavidin-Kügelchen, wie sie in Proteininteraktionsstudien benötigt wird.

Im lebenden Organismus Proximity-Biotinylierung für Proteininteraktionsstudien in Paramecium tetraurelia

Erfahren Sie, wie Sie Protein-Palmitoylierung in kultivierten Hippocampus-Neuronen durch Immunopräzipitation und Acyl-Biotin-Exchange (ABE) nachweisen. Diese biochemische Methode ermöglicht sensitive quantitative Analysen.

Detektion von Protein Palmitoylierung in kultivierten Hippocampus-Neuronen durch Immunopräzipitation und Acyl-Biotin Exchange (ABE) (Video) | JoVE Journal

Detektion von Protein Palmitoylierung in kultivierten Hippocampus-Neuronen durch Immunopräzipitation und Acyl-Biotin Exchange (ABE)

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