Name: Klinische Anwendung der Dornröschen Und künstliche Antigen präsentierenden Zellen genetisch zu verändern T Zellen aus dem peripheren und Nabelschnurblut (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-02-01T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: Lernen Sie die genetische Modifikation von T-Zellen mit dem Sleeping-Beauty-System zur Expression chimärer Antigenrezeptoren für die Krebsimmuntherapie. Diese Methode ermöglicht die kostengünstige Herstellung klinisch relevanter Zellzahlen.

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Die Autoren bedanken sich bei Dr. Carl Juni (University of Pennsylvania) um Hilfe Erzeugung und Bereitstellung AAPC Klon # 4 und Dr. Perry Hackett (University of Minnesota) für die Hilfe bei der SB-System danken. Zuschüsse: Cancer Center-Core Grant (CA16672); RO1 (CA124782, CA120956, CA141303); R33 (CA116127); P01 (CA148600); SPORE (CA136411); Albert J Ward-Stiftung; Burroughs Wellcome Fund; Gillson Longenbaugh Foundation; Cancer Prevention and Research Institute of Texas; CLL Global Research Foundation; Department of Defense, Estate of Noelan L. Bibler; Harry T. Mangurian, Jr., Fonds für Leukämie Immuntherapie; Institute of Personalized Cancer Therapy; Leukemia and Lymphoma Society; Lymphoma Research Foundation; MDACC die Schwester Institution Netzwerk Fund; Miller Foundation; Mr. Herb Simons; Mr. and Mrs. Joe H. Scales, Herr Thomas Scott; National Foundation for Cancer Research; Pediatric Cancer Research Foundation; Produktion Assistance for Cellular Therapies (PACT); William Lawrence und Blanche Hughes Stiftung Kinderdorf.

<html> Tag 0 oder vor Ein. Isolierung von mononukleären Zellen (MNC) aus PB und UCB <ol><li> Verdünnte PB mit gleichem Volumen und UCB mit vier Volumina PBS-EDTA. </li><li> Langsam Schicht verdünntem Blut (25 ml) auf Ficoll (12 ml) in einem 50 ml Zentrifugenröhrchen (s) und Zentrifuge bei 400 xg für 30 - 40 min (keine Bremse). </li><li> Sammeln und übertragen die mononukleären Zellfraktion (Interface) mit einem Transferpipette einem frischen 50 ml Zentrifugenröhrchen. </li><li> Bringen Sie die Lautstärke auf 50 ml mit PBS-EDTA und zentrifugieren bei 450 xg für 10 min. </li><li> Überstand vorsichtig resuspendieren das Zellpellet (s) in 50 ml von Complete Culture Media (CCM) und Zentrifuge bei 400 xg für 10 min. </li><li> Gently resuspendieren und Pool der Zellpellets in CCM und führen Sie eine Zellzahl mit Trypanblau-Ausschluss-Verfahren (Cellometer, PBMC-Programm). </li><li> MNC kann nun zur Elektroporation (Nucleofection) verwendet oder kryokonserviert für zukünftige Verwendung. </li></ol>Titel &quot;&gt; 2. Herstellung von T-Zellen für die Elektroporation an Tag 0 <ol><li> Bei Verwendung kryokonservierten MNC, schnell auftauen ausreichend Zellen für eine Vollaussteuerung Elektroporation (2 x 10 8 ~ 20% Zugabe zu berücksichtigen Zellverlust während Zentrifugation und 2 h Inkubation) in 37 ° C warmes Wasserbad. Wenn frisch isolierten Verwendung MNC fahren 2,3 fort. </li><li> Sanft resuspendieren und übertragen Zellen einem entsprechend dimensionierten Zentrifugenröhrchen (en) enthaltenen vorgewärmten vollständiger phenolfreien RPMI Kulturmedium (PF-RPMI) und Zentrifugieren bei 200 xg für 10 min (kein Bremsen), Aspirat Überstand. </li><li> Resuspendieren der MNC in PF-RPMI Führen einer Zellzählung (Cellometer) und übertragen Zellen einem entsprechend dimensionierten Zellkulturgefäß (en) in einer Konzentration von 10 6 Zellen / ml. </li><li> Inkubieren in einer befeuchteten 37 ° C / 5% CO 2 Inkubator für 2 h ± 30 min. </li><li> Übertragen Sie die MNC um sterile Zentrifugenröhrchen (s), Spin bei 200 xg für 5 min (keine Bremsen), den Überstand aspirieren und sanft rE-suspendieren und kombinieren die Zellpellet (s) im PF-RPMI. </li><li> Durchführen einer Zellzahl (Cellometer) und berechnet den Volumen der Zellsuspension erforderlich (2 x 10 8 MNC). </li><li> Übertragen Sie das berechnete Volumen in ein steriles 50 ml Zentrifugenröhrchen und Spin bei 200 xg für 10 min (keine Bremse). </li><li> Überstand, so dass keine Restmedien und bleibt vorsichtig durch Antippen Rohrseite wieder auszusetzen. </li></ol> 3. Elektroporation (Nucleofection) von MNC (Full Scale-Prozess Mit 10 Küvetten) am Tag 0 <ol><li> Pre-Inkubation einer sterilen 12-Well-Platte mit 10 Vertiefungen mit 4 ml warmem PF-RPMI in einer befeuchteten 37 ° C / 5% CO 2-Inkubator. </li><li> Vorbereitung und Vorwärmung der Lonza Nucleofector Lösung humanen T-Zell-Kit (rekonstituiert den Anweisungen des Herstellers, <a href="http://www.lonza.com" target="_blank">www.lonza.com</a> ) auf Umgebungstemperatur in einem Biosicherheitswerkbank (BSC). </li><li> Bereiten Nucleofector Lösung / DNA-Master-Mix von adding 100 ul ergänzt Nucleofector Lösung, 15 ug Transposon (supercoiled DNA Plasmid CD19RCD28/pSBSO bezeichnet) und 5 ug Transposase (supercoiled DNA Plasmid pCMV-SB11 bezeichnet) pro Reaktion / Küvette. </li><li> Disperse das Zellpellet (aus Stufe 2.8) durch leichtes Antippen der Seite der Zentrifugenröhre und in Nucleofection Lösung / DNA-Master-Mix (End Zellkonzentration: 2 x 10 7 Zellen/100 ul) erneut zu suspendieren. </li><li> Transferieren es vorsichtig in 100 ul der Zellsuspension (aus Schritt 3,4) zu jedem der zehn (10) Lonza Nucleofection Küvetten, wobei darauf zu Blasen zu vermeiden. </li><li> Tippen Sie auf die Küvette einmal, und elektroporieren mit dem Programm U-014 (für unstimulierten T-Zellen). </li><li> Übertragen der Küvetten und die 12-Well-Platte (Stufe 3.1) an die BSC. </li><li> Ernte der elektroporierten Zellen aus jeder Küvette unter Verwendung eines feinen Spitze Amaxa Transferpipette durch Zugabe ~ 500 ul des vorgewärmten Kulturmedium aus der entsprechenden Vertiefung (12-Well-Platte in Ste hergestelltp 3,1) und gibt die Platte an einer befeuchteten 37 ° C / 5% CO 2 Inkubator für 2 h ± 30 min. </li><li> Nach der 2-stündigen Inkubation, Ernte und übertragen die Zellen aus allen Vertiefungen in ein steriles Zentrifugenröhrchen. </li><li> Waschen der Zellen durch Zentrifugation bei 140 × g für 8 min, Raumtemperatur, ohne Bremse und abzusaugen und den Überstand verwerfen, so dass kein restliches Medium des Zellpellets umfasst. </li><li> Disperse das Zellpellet durch leichtes Klopfen an die Seite des Zentrifugenrohres und sanft in CCM resuspendieren, um eine einzelne Zellsuspension zu erreichen. </li><li> Führen Zellzahl und justieren Zellkonzentration bis 10 6 Zellen / ml in CCM. </li><li> Übertragen Zellsuspension Zellkulturflasche (s) und Platz im Inkubator über Nacht. </li><li> EGFP-transfizierten Zellen (5 × 10 6 Zellen / Küvette mit 5 pg Amaxa Steuerung EGFP superspiralisierte Plasmid, pmaxGFP): Verfahrensschritte 2,1 bis 3,8 wurden zur Kontrolle wiederholt. </li></ol> Tag 1 der 1. und anschließendeStimulationszyklen 4. Analyse der CAR Expression mittels Durchflusszytometrie am Tag 1 <ol><li> Ernte der elektroporierten Zellen und führen eine Zellzahl mittels Trypanblau-Ausschluss-Verfahren (Hämozytometer). </li><li> Fleck-Zellen (1 bis 2 x 10 6) mit dem Antikörper spezifisch für CD3, CD4, CD8 und humanen IgG Fcy (als Maß für CAR Expression). </li><li> Erwerben Zellen auf FACS Calibur und analysieren die Daten mit FCS Express-Software um die Expression von CAR berechnen. <ol><li> Berechnen CAR +-Zellen in Kultur durch die Formel: (Anzahl der insgesamt lebensfähigen Zellen) x (% CAR + Zellen) = Anzahl der CAR +-Zellen </li></ol></li></ol> 5. Herstellung AAPC (Klon # 4) an Tag 1. AAPC (Klon Nr. 4) wurden aus K562-Zellen (Parental Linie von der American Type Culture Collection erhalten) zu Co-express Gewünschter T Cell co-stimulatorisches Molekül Derived <ol><li> Auftauen eines Aliquots von gefrorenen 100 Gy bestrahlten AAPC in einem 37 °, C Wasserbad. </li><li> Zellen werden zweimal durch Zentrifugieren bei 400 × g, 10 min in CCM gewaschen und gezählt unter Verwendung Cellometer (Trypanblau-Ausschluss). </li><li> Berechnen Anzahl der lebensfähigen AAPC zur Stimulation erforderlich: (Anzahl der CAR + Zellen) x 2 = Anzahl der bestrahlten AAPC erforderlich </li></ol> 6. AAPC-vermittelte Stimulation der CAR + T-Zellen an Tag 1 Beginn der 1. und nachfolgende Stimulation Cycles <ol><li> Mischen elektroporierten Zellen (exprimierenden CAR) und γ-bestrahlten AAPC (Klon # 4) in einem sterilen Behälter in einem Verhältnis von 1:2 (CAR + Zelle: lebensfähige AAPC) in CCM. <ol><li> Man beachte die AAPC Verhältnis für die Expression von CAR auf Durchflusszytometrie am Tag nach der Elektroporation basierend eingestellt wird. </li></ol></li><li> Hinzufügen IL-21 (30 ng / ml) zu der Zellsuspension. </li><li> Aliquot in T-75 cm 2-Kolben (s) und / oder Vue Leben Kultur Beutel in einer Konzentration von 10 6 Zellen / ml und zum INCUBAToder. </li></ol> Tagen 3, 5 7. Fortsetzung Kultur der CAR + T-Zellen <ol><li> Eine Halbe-Medienwechsel, aufzufüllen IL-21, und aufrechtzuerhalten T-Zellen bei einer Konzentration von 10 6 Zellen / ml. </li></ol> Tag 7 8. Ende des ersten AAPC-vermittelte Stimulation Zyklus <ol><li> Ernten Sie die Zellen, zu zählen und für CD3, CD4, CD8 und Fcy (CAR) färben und fahren auf 10,1 fort. </li></ol> 9. Depletion von CD56 +-Zellen (in der Regel zwischen 7 und 14 Tage nach der Elektroporation) <ol><li> Durchführen einer CD56 Depletion mit paramagnetischen Kügelchen wenn CD56 + CD3 neg. Lymphozyten ≥ 10%. </li></ol> Stimulation Cycles # 2, # 3, und # 4 Entsprechend Tage 8 → 14, Tage 15 → 21, &amp; Days 22 → 28 10. Rekursive Addition von AAPC T Cells Klinisch ausreichender Zahl Propagieren <ol><li> Wiederholen Sie den stimulation Prozesses (4 mal), wie in Schritten von 4,3 bis 8,1 beschrieben. </li><li> Fügen IL-2 (50U/ml) zu den Kulturen, die am Tage 7, 14 und 21, und dann bei jedem Medienwechsel (drei Mal pro Woche, an einem Montag-Mittwoch-Freitag Zeitplan). </li><li> Kryokonservierung (Archiv) Überschuss T-Zellen, wie gebraucht. <ol><li> T-Zellen eingefroren mit kontrollierter Geschwindigkeit Gefrierschrank. </li></ol></li></ol> Tag 28 11. Ende des letzten AAPC-vermittelte Stimulation Zyklus: Harvest T-Zellen <ol><li> Kryokonservierung T-Zellen für Release-Tests und Infusion. </li></ol>

<ol><li>Jena, B., Dotti, G., Cooper, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Redirecting+T-cell+specificity+by+introducing+a+tumor-specific+chimeric+antigen+receptor%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Redirecting T-cell specificity by introducing a tumor-specific chimeric antigen receptor.</a> Blood. 116, 1035-1044 (2010).</li>
<li>Ertl, H. C., Zaia, J., Rosenberg, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Considerations+for+the+clinical+application+of+chimeric+antigen+receptor+T+cells%3A+observations+from+a+recombinant+DNA+Advisory+Committee+Symposium+held%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Considerations for the clinical application of chimeric antigen receptor T cells: observations from a recombinant DNA Advisory Committee Symposium held.</a> Cancer Res. 71, 3175-3181 (2010).</li>
<li>Kohn, D. B., Dotti, G., Brentjens, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CARs+on+track+in+the+clinic%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ther%22%5BJournal%5D)">CARs on track in the clinic.</a> Mol. Ther. 19, 432-438 (2011).</li>
<li>Aronovich, E. L., McIvor, R. S., Hackett, P. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sleeping+Beauty+transposon+system%3A+a+non-viral+vector+for+gene+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Mol+Genet%22%5BJournal%5D)">The Sleeping Beauty transposon system: a non-viral vector for gene therapy.</a> Hum. Mol Genet. 20, R14-R20 (2011).</li>
<li>Hackett, P. B., Largaespada, D. A., Cooper, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+transposon+and+transposase+system+for+human+application%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ther%22%5BJournal%5D)">A transposon and transposase system for human application.</a> Mol. Ther. 18, 674-683 (2010).</li>
<li>Izsvak, Z., Hackett, P. B., Cooper, L. J., Ivics, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Translating+Sleeping+Beauty+transposition+into+cellular+therapies%3A+victories+and+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Bioessays%22%5BJournal%5D)">Translating Sleeping Beauty transposition into cellular therapies: victories and challenges.</a> Bioessays. 32, 756-767 (2010).</li>
<li>Kebriaei, P., Huls, H., Bipulendu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infusing+CD19-directed+T+cells+to+augment+disease+control+in+patients+undergoing+autologous+hematopoietic+stem-cell+transplantation+for+advanced+B-lymphoid+malignancies%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Infusing CD19-directed T cells to augment disease control in patients undergoing autologous hematopoietic stem-cell transplantation for advanced B-lymphoid malignancies.</a> Hum. Gene Ther. 23 (5), 444-450 (2012).</li>
<li>Williams, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleeping+beauty+vector+system+moves+toward+human+trials+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ther%22%5BJournal%5D)">Sleeping beauty vector system moves toward human trials in the United States.</a> Mol. Ther. 16, 1515-1516 (2008).</li>
<li>Geurts, A. M., Hackett, C. S., Bell, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structure-based+prediction+of+insertion-site+preferences+of+transposons+into+chromosomes%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">Structure-based prediction of insertion-site preferences of transposons into chromosomes.</a> Nucleic Acids Res. 34, 2803-2811 (2006).</li>
<li>Ivics, Z., Hackett, P. B., Plasterk, R. H., Izsvak, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+reconstruction+of+Sleeping+Beauty%2C+a+Tc1-like+transposon+from+fish%2C+and+its+transposition+in+human+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Molecular reconstruction of Sleeping Beauty, a Tc1-like transposon from fish, and its transposition in human cells.</a> Cell. 91, 501-510 (1997).</li>
<li>Izsvak, Z., Ivics, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleeping+beauty+transposition%3A+biology+and+applications+for+molecular+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Sleeping beauty transposition: biology and applications for molecular therapy.</a> Mol Ther. 9, 147-156 (2004).</li>
<li>Manuri, P. V., Wilson, M. H., Maiti, S. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((piggyBac+transposon%2Ftransposase+system+to+generate+CD19-specific+T+cells+for+the+treatment+of+B-lineage+malignancies%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">piggyBac transposon/transposase system to generate CD19-specific T cells for the treatment of B-lineage malignancies.</a> Hum. Gene Ther. 21, 427-437 (2010).</li>
<li>Singh, H., Figliola, M. J., Dawson, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reprogramming+CD19-specific+T+cells+with+IL-21+signaling+can+improve+adoptive+immunotherapy+of+B-lineage+malignancies%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Reprogramming CD19-specific T cells with IL-21 signaling can improve adoptive immunotherapy of B-lineage malignancies.</a> Cancer Res. 71, 3516-3527 (2011).</li>
<li>Kowolik, C. M., Topp, M. S., Gonzalez, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD28+costimulation+provided+through+a+CD19-specific+chimeric+antigen+receptor+enhances+in+vivo+persistence+and+antitumor+efficacy+of+adoptively+transferred+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">CD28 costimulation provided through a CD19-specific chimeric antigen receptor enhances in vivo persistence and antitumor efficacy of adoptively transferred T cells.</a> Cancer Res. 66, 10995-11004 (2006).</li>
<li>Jin, Z., Maiti, S., Huls, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hyperactive+Sleeping+Beauty+transposase+SB100X+improves+the+genetic+modification+of+T+cells+to+express+a+chimeric+antigen+receptor%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">The hyperactive Sleeping Beauty transposase SB100X improves the genetic modification of T cells to express a chimeric antigen receptor.</a> Gene Ther. 18, 849-856 (2011).</li>
<li>Davies, J. K., Singh, H., Huls, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combining+CD19+redirection+and+alloanergization+to+generate+tumor-specific+human+T+cells+for+allogeneic+cell+therapy+of+B-cell+malignancies%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Combining CD19 redirection and alloanergization to generate tumor-specific human T cells for allogeneic cell therapy of B-cell malignancies.</a> Cancer Res. 70, 3915-3924 (2010).</li>
<li>Kebriaei, P., Kelly, S. S., Manuri, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CARs%3A+driving+T-cell+specificity+to+enhance+anti-tumor+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Biosci.+%28Schol.+Ed%29%22%5BJournal%5D)">CARs: driving T-cell specificity to enhance anti-tumor immunity.</a> Front. Biosci. (Schol. Ed). 4, 520-531 (2012).</li>
<li>Singh, H., Manuri, P. R., Olivares, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Redirecting+specificity+of+T-cell+populations+for+CD19+using+the+Sleeping+Beauty+system%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Redirecting specificity of T-cell populations for CD19 using the Sleeping Beauty system.</a> Cancer Res. 68, 2961-2971 (2008).</li>
<li>Nakazawa, Y., Huye, L. E., Salsman, V. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PiggyBac-mediated+cancer+immunotherapy+using+EBV-specific+cytotoxic+T-cells+expressing+HER2-specific+chimeric+antigen+receptor%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ther%22%5BJournal%5D)">PiggyBac-mediated cancer immunotherapy using EBV-specific cytotoxic T-cells expressing HER2-specific chimeric antigen receptor.</a> Mol. Ther. 19, 2133-2143 (2011).</li>
<li>Huang, G., Yu, L., Cooper, L. J., Hollomon, M., Huls, H., Kleinerman, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetically+modified+T+cells+targeting+interleukin-11+receptor+alpha-chain+kill+human+osteosarcoma+cells+and+induce+the+regression+of+established+osteosarcoma+lung+metastases%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Genetically modified T cells targeting interleukin-11 receptor alpha-chain kill human osteosarcoma cells and induce the regression of established osteosarcoma lung metastases.</a> Cancer Res. 72, 271-281 (2012).</li>
<li>Huang, X., Guo, H., Kang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleeping+Beauty+transposon-mediated+engineering+of+human+primary+T+cells+for+therapy+of+CD19%2B+lymphoid+malignancies%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ther%22%5BJournal%5D)">Sleeping Beauty transposon-mediated engineering of human primary T cells for therapy of CD19+ lymphoid malignancies.</a> Mol. Ther. 16, 580-589 (2008).</li>
<li>Huang, X., Wilber, A., McIvor, R. S., Zhou, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+transposons+for+modification+of+human+primary+T+lymphocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">DNA transposons for modification of human primary T lymphocytes.</a> Methods Mol. Biol. 506, 115-126 (2009).</li>
<li>Hackett, P. B. Jr, Aronovich, E. L., Hunter, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+and+safety+of+Sleeping+Beauty+transposon-mediated+gene+transfer+in+preclinical+animal+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Efficacy and safety of Sleeping Beauty transposon-mediated gene transfer in preclinical animal studies.</a> Curr. Gene Ther. 11, 341-349 (2011).</li>
<li>Suhoski, M. M., Golovina, T. N., Aqui, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+artificial+antigen-presenting+cells+to+express+a+diverse+array+of+co-stimulatory+molecules%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ther%22%5BJournal%5D)">Engineering artificial antigen-presenting cells to express a diverse array of co-stimulatory molecules.</a> Mol. Ther. 15, 981-988 (2007).</li>
<li>Numbenjapon, T., Serrano, L. M., Singh, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+an+artificial+antigen-presenting+cell+to+propagate+cytolytic+CD19-specific+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Leukemia%22%5BJournal%5D)">Characterization of an artificial antigen-presenting cell to propagate cytolytic CD19-specific T cells.</a> Leukemia. 20, 1889-1892 (2006).</li>
</ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Transposon und Transposase Systeme, wie aus piggyBac 12,19 und SB 18,20-22, sind nicht-viralen Ansätze zur Gentherapie, die eine Alternative zu viralen-vermittelte Transduktion von klinischer Qualität CAR + T-Zellen sind. Der SB wurde als Gentransfer-System auf sein Potential für die humane Gentherapie 1,6,23, zu wählen. Wir entwickelten die duale Technologien von SB Umsetzung (eine CAR einzuführen) und rekursive Addition von γ-bestrahlten AAPC (mit genetisch veränderten T-Zellen abzurufen stabil exprimieren eine CAR) als Plattform Technologien bei der Herstellung von TAA-spezifischen T-Zellen in Übereinstimmung dienen cGMP für Phase I / II-Studien (Abbildung 4). Nach 28 Tagen (vier 7-tägigen Stimulationszyklen) der Co-Kultur auf γ-bestrahlten AAPC sind wir typischerweise in der Lage, um mindestens ~ 10 10 genetisch modifizierte T-Zellen geeignet zur Verwendung beim Menschen. Bei Bedarf können zusätzliche Stimulationszyklen t durchgeführt werdeno erzeugen eine größere Anzahl von gentechnisch veränderten T-Zellen. Außerdem, wenn weniger CAR + T-Zellen benötigt werden, kann der Ansatz zur Elektroporation und Vermehrung zurückgefahren mit weniger Küvetten und Vortrag nur ein Sub-Satz der numerisch expandierten T-Zellen für nachfolgende Runden der Proliferation auf AAPC am Anfang jedes werden Stimulation Zyklus. Die Mehrheit der Elektroporation und vermehrt T-Zellen zur Herstellung einer Infusionslösung stabil exprimieren, die CAR geerntet. Der Auswuchs von CD4 + und CD8 + T-Zellen, die unsere 2 nd Generation CAR umfassen Zellen mit einem Speicher / naiven Phänotyp und weisen drei Markenzeichen der re-directed Spezifität. Erstens werden die genetisch veränderten T-Zellen spezifisch zu lysieren CD19 + Targets zweitens IFN-γ zu produzieren als Reaktion auf CD19 +-Zellen-Stimulator und drittens, proliferieren als Antwort auf CD19 + Feeder-Zellen, alle in einer CAR-abhängigen Weise 13,18. Unser Ansatz zur integraß ein CAR Transgens durch Elektrotransfer von nicht-viralen DNA-Plasmiden vom SB-System kann in ruhenden T-Zellen aus primären PB und UCB abgeleitet erfolgen. Wir und andere haben K562-Zellen genetisch modifiziert werden, um zu dienen als AAPC effizient fortpflanzen zu klinisch-ausreichende Zahl von T-Zellen zur Infusion 24,25. Die AAPC und Gewebekultur Umgebung (z. B. die Zugabe von IL-21) wurden modifiziert worden zu erzeugen patienten-und CD19-spezifische T-Zellen für Infusion nach hämatopoetischen Stammzell-Transplantation (Tabelle 1) 13,18-Donor stammt. Wir können CAR + T-Zellen aus PB einfach durch Venenpunktion erhalten, vermeidet Kosten, Beschwerden und Unannehmlichkeiten zu erhalten MNC von PB durch Apherese. Die Fähigkeit, eine große Anzahl von CAR + T-Zellen aus einer kleinen Anzahl von MNC ist besonders attraktiv für die Infusion von T-Zellen nach Transplantation allogener UCB. Die geringe Größe und Anonymität des Neugeborenen Spenders ausschließt re-Zugriff auf diese einzelnen zu einem späteren Zeitpunkt, und nur eine begrenzte Anzahl von geernteten MNC sind als Ausgangsmaterial für T-Zell-Herstellung zu vermeiden stören Hämatopoese. Weitere Fortschritte des Herstellungsprozesses sind derzeit im Gange, um einen hohen Durchsatz Elektroporation Gerät mit einem vollständig geschlossenen WAVE Bioreaktor gekoppelt Handling zu minimieren sind. In Summe werden die SB und AAPC ansprechend Plattformen an CD19-spezifischen CAR + T-Zellen, die geeignet ist, eine große Anzahl von genetisch veränderten T-Zellen, die alternative Zelloberflächen-TAA unter Berücksichtigung der cGMP erkennen kann generiert werden kann erzeugen.

<table border="1"><tbody><tr><td> Reagenzien </td><td> Verkäufer </td><td> Katalog-Nummer </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Reagenzien </td></tr><tr><td> DNA-Plasmid GFP (pmaxGFP) </td><td> Lonza </td><td> VPA-1002 (Set) </td><td></td></tr><tr><td> PBS </td><td> Sigma </td><td> D8537 </td><td></td></tr><tr><td> CliniMACS PBS-EDTA </td><td> Miltenyi Biotec </td><td> 70026 </td><td></td></tr><tr><td> HyQ RPMI-1640 </td><td> Thermo Scientific </td><td> SH30096.01 </td><td></td></tr><tr><td> Phenol Kostenlose RPMI-1640 </td><td> Thermo Scientific </td><td> SH30605.01 </td><td></td></tr><tr><td> Hyclone Fetal Bovine Serum </td><td> Thermo Scientific </td><td> SH3007003HI </td><td></td></tr><tr><td> GlutaMAX(100x) </td><td> Gibco </td><td> 3505-061 </td><td></td></tr><tr><td> Ficoll-Paque </td><td> GE Healthcare Biosciences </td><td> 17-1440-02 </td><td></td></tr><tr><td> Rekombinantes menschliches IL-21 </td><td> PeproTech </td><td> AF-200-21 </td><td></td></tr><tr><td> Rekombinantes humanes IL-2 (Proleukin) </td><td> Novartis </td><td> NDC 65483-116-07 </td><td></td></tr><tr><td> Humane T-Zell-Kit (Nucleofector Solution) </td><td> Lonza </td><td> VPA-1002 </td><td></td></tr><tr><td> CliniMACS CD56 Reagent </td><td> Miltenyi </td><td> 70206 </td><td></td></tr><tr><td> FITC-konjugiertem Maus-mAk gegen humanes CD3 </td><td> BD Biosciences </td><td> 349201 </td><td></td></tr><tr><td> APC-konjugiertem Maus-mAk gegen humanes CD4 </td><td> BD Biosciences </td><td> 340443 </td><td></td></tr><tr><td> PerCPCy5.5-konjugiertenMaus-mAk gegen humanes CD8 </td><td> BD Biosciences </td><td> 341051 </td><td></td></tr><tr><td> PE-konjugierten F (ab &#39;) 2-Fragment Ziegen-Antikörper gegen humanes Fcy </td><td> Invitrogen </td><td> H10104 </td><td></td></tr><tr><td> Natriumazid </td><td> Sigma </td><td> S2002 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Disposables </td></tr><tr><td> 12-Well-Platte </td><td> Corning </td><td> 3513 </td><td></td></tr><tr><td> T-75 cm 2-Kolben </td><td> Corning </td><td> 430641 </td><td></td></tr><tr><td> Kulturbeutel </td><td> Vue Leben </td><td> 290C; 750C </td><td></td></tr><tr><td> 50 ml Zentrifugenröhrchen </td><td> BD Biosciences </td><td> 352098 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td><strong&gt; Ausrüstung </td></tr><tr><td> Amaxa Nuceleofector II </td><td> Lonza </td><td> AAB-1001 </td><td></td></tr><tr><td> Cellometer </td><td> Nexcelom Bioscience </td><td> Cellometer Vision- </td><td></td></tr><tr><td> Sorvall Legend RT zentrifugieren </td><td> Sorvall </td><td> 75004377 </td><td></td></tr><tr><td> BD FACS Calibur </td><td> BD Biosciences </td><td> 342975 </td><td></td></tr><tr><td> Kontrollierter Geschwindigkeit Gefrierschrank </td><td> Planer </td><td> Kryo 750 </td><td></td></tr><tr><td> Irradiator </td><td> CIS bio international </td><td> IBL-437 C # 09433 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td><table border="1"><tbody><tr><td colspan="4"> Expression von Molekülen (Endogene und Eingeführt) </td></tr><tr><td> Cell Line </td> &lt;td&gt; Common Name </td><td> Zelltyp </td><td> Moleküle exprimiert </td></tr><tr><td> CJKT64.86.41BBL.GFP-IL15.CD19 </td><td> Clone 4 </td><td> K562 </td><td> CD86, CD64, CD137L, CD19, GFP mit Membran coexprimierten gebunden IL-15 </td></tr></tbody></table> Komplette Nährmedien (CCM) (bei ​​4 ° C für bis zu 30 Tage) HyQ RPMI-1640/Phenol-free RPMI-1640 10% FBS 1% GlutaMAX Durchflusszytometrie Buffer (bei ​​4 ° C für bis zu 30 Tage) PBS 2% FBS 0,1% Natriumazid </td></tr></tbody></table>

klinische anwendung der<em&gt; dornröschen</em&gt; und künstliche antigen präsentierenden zellen genetisch zu verändern t zellen aus dem peripheren und nabelschnurblut

Clinical Application of Sleeping Beauty and Artificial Antigen Presenting Cells to Genetically Modify T Cells from Peripheral and Umbilical Cord Blood

Die Potenz von klinischem T-Zellen kann durch die Kombination mit gentherapeutischen Immuntherapie, um eine biologische Produkt mit dem Potential für superior (i) Erkennung von Tumor-assoziierten Antigenen (TAA), (ii) nach der Infusion Persistenz, (iii) konstruieren verbessert werden Potenzial für Migration auf Tumorstellen, und (iv) Fähigkeit zur Effektorfunktionen im Tumor-Mikroumgebung recyceln. Die meisten Ansätze zur genetischen Manipulation von T-Zellen für die Anwendung beim Menschen entwickelt haben Retrovirus und Lentivirus für die stabile Expression von CAR 1-3 verwendet. Dieser Ansatz, obwohl konform mit den aktuellen Good Manufacturing Practice (GMP), kann teuer werden, da es sich auf die Herstellung und Freisetzung von klinischem rekombinanten Virus aus einer begrenzten Anzahl von Produktionsstätten verlässt. Der elektro-Übertragung von nichtviralen Plasmide ist eine attraktive Alternative zu DNA-Spezies seit Transduktion kann klinischer Güte bei etwa hergestellt werden 1/10 die Kosten recombinant GMP-grade-Virus. Um die Effizienz der Integration, die wir angepasst Sleeping Beauty (SB) Transposon und Transposase zur Anwendung am Menschen 4-8 verbessern. Unsere SB System verwendet zwei DNA-Plasmide, die aus einem Transposon kodierend für ein Gen von Interesse (zB 2. Generation CD19-spezifische CAR Transgen bezeichnet CD19RCD28) und einer Transposase (zB SB11), die das Transgen in Einsätzen TA Dinukleotid wiederholt 9-11 bestehen . Um klinisch ausreichende Zahl von T-Zellen genetisch veränderte verwenden wir K562-derived künstliche Antigen präsentierende Zellen (AAPC) (Klon # 4) modifiziert, um ein TAA (zB CD19) sowie die T-Zell-kostimulatorischen Moleküle CD86, CD137L, exprimieren ein membrangebundenen Version des Interleukin (IL) -15 (Peptid an modifiziertem IgG4 Fc-Region fusioniert) und CD64 (Fc-γ-Rezeptor-1) für das Laden von monoklonalen Antikörpern (mAb) 12. In diesem Bericht zeigen wir die Verfahren, die in complia vorgenommen werden kannnce mit cGMP um CD19-spezifischen CAR + T-Zellen für die Anwendung beim Menschen zu erzeugen. Dies wurde durch die synchrone elektrooptischen Transfer von zwei DNA-Plasmide, ein SB Transposon (CD19RCD28) und ein Transposase SB (SB11) durch Abrufen von stabilen Integranten von den jeder Tag-7-Additionen (Stimulationszyklus) von γ-bestrahlten AAPC gefolgt erreicht (Klon # 4) in Gegenwart von löslichen rekombinanten humanen IL-2 und IL-21-13. Typischerweise 4 Zyklen (28 Tage kontinuierliche Kultur) durchgeführt, um klinisch ansprechenden Zahlen von T-Zellen, die stabil exprimieren, die CAR generieren. Diese Methodik zur Herstellung klinischem CD19-spezifische T-Zellen können die T-Zellen aus dem peripheren Blut (PB) oder Nabelschnurblut (UCB) abgeleitet aufgebracht werden. Weiterhin kann dieser Ansatz genutzt werden, um T-Zellen zu verschiedenen Tumorarten durch Paarung der Spezifität des eingeführten CAR mit Expression des TAA, durch den CAR erfasst, auf der AAPC erzeugen.

Wir berichten, dass elektro-Transfer von DNA-Plasmiden und Vermehrung von T-Zellen auf γ-bestrahlten AAPC verwendet werden können, um klinisch-ansprechend Zahl von T-Zellen aus PB und UCB Verwendung beim Menschen abgeleitet erzeugen. Diese gentechnisch modifizierten T-Zellen exprimieren eine eingeführte CAR, der TAA CD19, unabhängig von Haupthistokompatibilitätskomplex erkennt. Die SB-abgeleiteten DNA-Plasmide zur Expression der (i) Transposon, ein 2. Generation CAR (CD19RCD28), daß Signale, die durch CD28 und CD3-ε 14, und (ii) Transposase, SB11 15, wurden zuvor 13, 16,17 . Die Plasmide in der aktuellen Studie wurden kommerziell von Waisman Klinische Biomanufacturing Facility (Madison, WI) hergestellt. Die AAPC (Klon # 4), von K562-Zellen (elterliche Linie von American Type Culture Collection), Co-express gewünschte T-Zell-co-stimulierende Moleküle (jeweils eingeführt Molekül 3 90% auf der Zelloberfläche von AAPC) abgeleitet,wie zuvor beschrieben 12. Hier zeigen wir, dass CD19-spezifische T-Zellen aus mononukleären Zellen (MNC) aus PB oder UCB Verwendung SB Umsetzung, um die CAR durch Zugabe von AAPC gefolgt numerisch zu erweitern die T-Zellen in einer CAR-abhängigen Weise (Figuren 1 einzuführen abgeleitet erzeugt werden konnte , 4) 13,18. Zehn Küvetten (2x10 7 MNC / Küvette) werden für jeden Empfänger unter Verwendung von 15 ug DNA-Plasmid (CD19RCD28/pSBSO) codiert Transposon (CAR) und 5 ug Plasmid-DNA (pCMV-SB11) codiert Transposase (SB11) elektroporiert. Die Anzahl der Küvetten können reduziert werden, wenn MNC begrenzen oder wieder für die Laborarbeit skaliert werden. Der Tag der Elektroporation wird als &quot;Tag 0&quot; Stimulation Zyklus # 1 definiert. Als Kontrollen für Durchflusszytometrie und Kulturbedingungen sind autologe T-Zellen Mock elektroporierten (ohne DNA-Plasmid) und numerisch auf γ-bestrahlten AAPC (Klon # 4), wurde mit OKT3 vorbelastet zu vernetzen CD3 auf T Zellen halten ausgebaut Proliferation. We routinely Beurteilung der Effizienz der Elektrotransfer und Lebensfähigkeit der T-Zellen am Tag nach der Elektroporation (Abbildung 2B). Die Expression von EGFP von Kontroll-DNA-Plasmid (bezeichnet pmaxGFP) und CAR in diesem ersten Zeitpunkt spiegelt Proteinexpression von der integrierten und episomale Plasmid. Typischerweise wird die Tage nach der Elektroporation messen wir EGFP-Expression bei ~ 60% und CAR Expression bei ~ 40% (2A) mit T-Zell-Lebensfähigkeit zwischen 40-50%. Rekursives Zugaben von γ-bestrahlten AAPC in Gegenwart von löslichen rekombinanten humanen IL-2 und IL-21 T-Zellen abzurufen stabil exprimieren CAR (CD19RCD28). CD3 neg. CD56 + NK-Zellen sind aus der Kultur unter Verwendung CD56-spezifischer paramagnetischen Kügelchen, wenn der Anteil dieser NK-Zellen ist ≥ 10%, und besonders, wenn der Prozentsatz von CAR auf den T-Zellen exprimiert niedrig ist abgereichert. Dies verhindert die schnelle Abreicherung Überwucherung von NK-Zellen, die mit der Fähigkeit der AAPC stört die proliferatio Sustainn der CAR + T-Zellen. Gelegentlich wird Depletion von NK-Zellen von CAR + T-Zellen in den beiden letzten Stimulationszyklen unternommen, aber dies führt ein Verlust der gewünschten Zellen durch Co-Expression von CD56 auf einem gewissen CAR + T-Zellen. Die T-Zellen wurden in einem geschlossenen System unter Verwendung funktionell Vue Leben Kulturbeutel letzten Tag 14 gewachsen. Eine Teilmenge der gentechnisch veränderten und vermehrt T-Zellen werden in der Regel am Tag 14 oder Tag 21 (Ende Stimulationszyklen Nr. 2 oder Nr. 3) der Co-Kultur auf AAPC kryokonserviert als Quelle der archivierten Material für zukünftige Analysen zu dienen und sein aufgetaut wenn unerwartete Probleme anschließend während des Herstellungsprozesses auftreten. T-Zellen sind in der Regel am oder um den 28. Tag der Kultur (Abbildung 3) geerntet, die routinemäßig ausdrückliche&gt; 90% CAR und&gt; 80% lebensfähig (Abbildung 2C, D). Wir haben zuvor gezeigt, dass nach vier Wochen Co-Kultur auf die durchschnittliche AAPC ausklappbaren Expansion von CD3 + T-Zellen beträgt ± 19.800 11.313 mit CA<html> R + Ausdruck, der 90% ± 7,5 13. Diese T-Zellen kryokonserviert und durchlaufen in-process-und Release-Tests, die auf die Sicherheit und das therapeutische Potenzial des hergestellten Produkts informiert. Release-Tests werden in Übereinstimmung mit Clinical Laboratory Improvement Amendments (CLIA), um ein Zertifikat der Analyse vor der Infusion in Empfänger zu klinischen Studien zu generieren vorgenommen. <img alt="Abbildung 1" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50070/50070fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50070/50070fig1.jpg" /> Abbildung 1. Schritte skizziert den Prozess elektroporieren und propagieren CAR + T-Zellen aus PB und UCB. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50070/50070fig1large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen</a> . upload/50070/50070fig2highres.jpg &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/50070/50070fig2.jpg &quot;/&gt; Abbildung 2. Charakterisierung von genetisch veränderten T-Zellen aus PB. (A) Expression von EGFP am Tag 0 des ersten Stimulationszyklus, um die Effizienz des Gentransfers zu beurteilen. Expression von CD19-spezifischen CAR (CD19RCD28) als mittels Durchflusszytometrie auf CD3 beurteilt +, CD8 + und CD4 + T-Zellen bei (B) etwa 24 h nach der Elektroporation und (C) 28 Tage nach Co-Kultur auf AAPC. Ähnliche Expression von CAR wurde mit UCB-derived T-Zellen beobachtet. (D) Kinetik der CAR Ausdruck. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50070/50070fig2large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen</a> . <img alt="Abbildung 3" fo:content-width="4.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50070/50070fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50070/50070fig3.jpg" /> Abbildung 3. Ausbreitung von PB-derived CAR+ T-Zellen. Rate von numerischen Expansion von CD3 + und CAR + T-Zellen von PB durch wiederholte Kokultur abgeleitete auf γ-bestrahlten AAPC in Gegenwart von rekombinantem humanen löslichen IL-2 und IL-21. Pfeile zeigen die oben Zugaben von γ-bestrahlten AAPC daß den Anfang jedes Zyklus Stimulation markieren. UCB-derived CAR + T-Zellen zeigen eine ähnliche Raten von numerischen Erweiterung. <img alt="Abbildung 4" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50070/50070fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50070/50070fig4.jpg" /> Abbildung 4. Schema des Herstellungsprozesses mit SB und AAPC Systemen genetisch zu verändern und zu propagieren CAR + T-Zellen von PB und UCB abgeleitet. CD19-spezifische CAR + T-Zellen wurden durch Elektro-Transfer von SB-abgeleitete Plasmide supercoiled DNA und anschließende Co-Kultur erzeugten auf K562-derived AAPC (Klon # 4) in Gegenwart of rekombinanten humanen löslichen IL-2 und IL-21. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50070/50070fig4large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier für eine größere Abbildung zu sehen</a> . <table border="1"><tbody><tr><td width="5"> T Zellquelle </td><td width="9"> Transposon * </td><td width="9"> Transposase </td><td width="26"> T-Zell-Infusion </td><td width="1"> IRB # </td><td width="1"> NIH-OBA # </td><td width="1"> IND # </td></tr><tr><td> Autologe (Patient-derived) ** </td><td> CD19RCD28 </td><td> SB11 </td><td> Nach autologen hämatopoetischen Stammzelltransplantation </td><td> 2007-0635 </td><td> 0804-922 </td><td> 14193 </td></tr><tr><td> Allogene (Donor-abgeleitet) </td><td> CD19RCD28 </td><td> SB11 </td><td> Nach allogenen hämatopoetischen Stammzelltransplantation </td><td> 2009-0525 </td><td> 0910-1003 </td><td&gt; 14577 </td></tr><tr><td> Allogene (Donor-abgeleitet) </td><td> CD19RCD28 </td><td> SB11 </td><td> Nach allogener Nabelschnurblut Transplantation </td><td> 2010-0835 </td><td> 1001-1022 </td><td> 14739 </td></tr></tbody></table> * Tabelle 1. Klinische Studien unter der Schirmherrschaft der FDA am MDACC um CD19-spezifischen CAR einzuflößen + T-Zellen vermehrt auf AAPC. T-Zellen erbracht werden spezifische durch erzwungene Expression von SB Transposons, die für ein 2 nd Generation CAR, bezeichnet CD19RCD28, dass Signale über CD28 und CD3-ε für CD19. ** Trial in Referenz 5 beschrieben.

T-Zellen, die einen CD19-spezifischen, chimären Antigen-Rezeptor (CAR) als Entwicklung für die Behandlung von B-Zell-Malignomen im First-in-human Gentherapieprüfungen infundiert. Wir beschreiben genetische Modifikation von T-Zellen mit Hilfe der<em&gt; Dornröschen</em&gt; (SB)-System an CD19-spezifischen CAR und selektive Anzucht auf Designer-CD19 + künstlichen Antigen-präsentierende Zellen einzuführen.

Klinische Anwendung der<em&gt; Dornröschen</em&gt; Und künstliche Antigen präsentierenden Zellen genetisch zu verändern T Zellen aus dem peripheren und Nabelschnurblut

The potency of clinical-grade T cells can be improved by combining gene therapy with immunotherapy to engineer  a biologic product with the potential for ...

Dieses Protokoll modifiziert T-Zellen genetisch, um chimäre Antigenrezeptoren einzuführen, die spezifisch für Tumorantigene sind, und vermehrt dann klinisch signifikante Zahlen auf Designerzellen, die künstliches Antigen präsentieren. Beginnen Sie mit der Elektroübertragung des Dornröschens. Transponieren und Transponieren von A-DNA-Plasmiden in ruhende mononukleäre Zellen, die aus peripherem oder Nabelschnurblut isoliert wurden.Messen Sie dann die Transfektionseffizienz mit Hilfe der Durchflusszytometrie. Als nächstes co-kultivierten die transfizierten T-Zellen über sieben Tage auf K 5 62 abgeleiteten künstlichen Antigen-präsentierenden Zellen unter Zugabe von exogenen Zytokinen in vierwöchiger Stimulation. Die Proliferationszyklen werden fortgesetzt, um die elektroporierten und vermehrten autopositiven T-Zellen zu analysieren, zu konservieren und für die Anwendung beim Menschen freizusetzen.Das Transponierungssystem von Dornröschen bietet eine Alternative zu viralen Gentransferansätzen, um ein Gen stabil in die Zelle der Wahl einzuführen. Einer der Hauptvorteile des Dornröschensystems besteht darin, dass man Gene zu wirklich geringeren Kosten integrieren kann, verglichen mit DNA-Plasmiden, die sich durch illegitime nicht-homologe Rekombination integrieren. Der Vorteil besteht also darin, dass das Dornröschen-System verwendet werden kann, um ein Gen kostengünstig und mit hoher Effizienz zu exprimieren.Im Allgemeinen müssen Individuen, die neu in dieser Methode sind, zunächst die Effizienz von Elektro-T-Zellen bei der selektiven Vermehrung von autopositiven T-Zellen auf künstlichen Antigen-präsentierenden Zellen überwinden. Beide Schritte sind aufgrund der Notwendigkeit der Co-Kultur schwer zu meistern. Genetisch veränderte T-Zellen auf künstlichen Antigen-präsentierenden Zellen.Diese Methode ist nützlich auf dem Gebiet der adoptiven Immuntherapie, insbesondere bei der effektiven Genabgabe und der Herstellung einer klinisch signifikanten Anzahl von T-Zellen. Die breitere Anwendung erstreckt sich auch auf die Therapie von Krebs, da T-Zellen des Immunsystems tumorspezifisch modifiziert werden können. Das Verfahren wird von Margaret Dawson und Matthew Fiola vorgeführt.Techniker aus meinem Labor: Zuerst verdünnen Sie das periphere Blut mit einem gleichen Volumen P-B-S-E-D-T-A und Nabelschnurblut mit vier Volumina P-B-S-E-D-T-A und schichten langsam 25 Milliliter verdünntes Blut auf 12 Milliliter Fial in einem 50-Milliliter-Zentrifugenröhrchen. Zentrifugieren Sie den Fial-Gradienten bei 400 G für 30 bis 40 Minuten ohne Pause. Übertragen Sie nun die mononukleäre Zellfraktion in ein frisches 50-Milliliter-Zentrifugenröhrchen mit P-B-S-E-D-T-A.Erhöhen Sie das Volumen auf 50 Milliliter und ernten Sie die Zellen durch Zentrifugation. Waschen Sie die Zellen einmal vorsichtig in 50 Millilitern kompletter Kultur, Medien und zentrifugieren Sie sie 10 Minuten lang bei 400 g. Bündeln Sie dann die Zellpellets in CCM und führen Sie eine Zellzählung durch.Mit der Triam-Blau-Ausschlussmethode. Die mononukleären Zellen können nun für die Elektroporation verwendet oder für die zukünftige Verwendung kryokonserviert werden. Wenn Sie kryokonserviertes MNC verwenden, tauen Sie schnell zweimal 10 bis zu den Achtelzellen auf, um eine Elektroporation in vollem Umfang zu erhalten, und übertragen Sie die Zellen vorsichtig in ein Zentrifugenröhrchen geeigneter Größe mit Vorwärmung.Vervollständigen Sie das phenolfreie RPMI-Kulturmedium und pelletieren Sie die Zellen durch Zentrifugation, resuspendieren Sie die mononukleären Zellen In P-F-R-P-M-I führen Sie eine Zellzählung durch und überführen Sie die Zellen in ein Zellkulturgefäß geeigneter Größe in einer Konzentration von 10 der sechs Zellen pro Milliliter. Äquilibrieren Sie die Zellen zwei Stunden lang in einem befeuchteten Inkubator. Ernten Sie das MNC durch Zentrifugation, resuspendieren und kombinieren Sie die Zellpellets vorsichtig in P-F-R-P-M-I und zählen Sie die Zellen auf. Übertragen Sie nun zweimal 10 auf das achte MNC in ein steriles 50-Milliliter-Zentrifugenröhrchen und zentrifugieren Sie bei 200 Gs für 10 Minuten ohne Pausen.Saugen Sie den Überstand so an, dass keine Medienreste um das Zellpellet herum verbleiben. Bereiten Sie eine sterile 12-Well-Platte mit 10 Wells vor, die vier Milliliter warmes P-F-R-P-M-I enthält, und äquilibrieren Sie die Platte in einem befeuchteten Inkubator bei 37 Grad Celsius mit 5 % Kohlendioxid. Rekonstituieren Sie dann die Lonzo Nucleo-Effektorlösung aus dem humanen T-Zell-Kit gemäß den Anweisungen des Herstellers für jede Reaktion.Q Vet bereitet 100 Mikroliter DNA-Mastermix vor, der die supplementierte NU-Kerneffektorlösung enthält. 15 Mikrogramm der Transponierung auf Plasmid und fünf Mikrogramm des Transponierungsplasmids. Als nächstes dispergieren Sie das Pellet der T-Zellen und resuspendieren einen DNA-Mastermix der NU-Kernlösung bei einer endgültigen Zellkonzentration von zwei mal dem Zehntel der siebten Zellen pro 100 Mikroliter.Übertragen Sie vorsichtig 100 Mikroliter der Zellsuspension auf jede der 10 Küvetten von Lonza Nucleo Affection und achten Sie darauf, Blasen zu vermeiden. Tippen Sie nun einmal auf die qve und elektro mit dem Programm U 0 1 4 für unstimulierte T-Zellen. Übertragen Sie die Küvetten und die äquilibrierende 12-Well-Platte in die Kulturhaube mit einer Vielzahl von Transferpipetten mit feiner Spitze bei 500 Mikrolitern des vorgewärmten Kulturmediums aus der entsprechenden Vertiefung auf jede Vertiefung.Übertragen Sie die elektroporierten Zellen auf die Platte und lassen Sie die Zellen zwei Stunden lang im Zellkultur-Inkubator regenerieren. Übertragen Sie dann die Zellen aus allen Vertiefungen in ein steriles Zentrifugenröhrchen und pelletieren Sie die Zellen nach einer Wäsche, dispergieren Sie das Zellpellet vorsichtig und restimulieren Sie es in CCM, um eine Einzelzellsuspension zu erhalten. Nachdem Sie eine Zellzählung durchgeführt haben, passen Sie die Zellkonzentration so an, dass sie bei CCM auf die sechs Zellen pro Milliliter tendiert.Übertragen Sie dann die Zellsuspension in einen Kulturkolben und legen Sie sie über Nacht in den Inkubator, um EGFP-transfizierte Zellen zu erzeugen. Wiederholen Sie das Elektroporationsprotokoll mit fünfmal 10 der sechs Zellen pro Vete mit fünf Mikrogramm Amox-Kontroll-EGFP-Plasmid. Ernten Sie die elektroporierten Zellen und führen Sie dann eine Zellzählung mit der Trien-Blau-Ausschlussmethode durch.Dann färben Sie ein bis zwei mal 10 der sechs Zellen mit Antikörpern, die spezifisch für CD 3, CD vier, CD acht und humanes IgG FC Gamma sind, um die Car-Expression zu messen. Erfassen Sie die Zellen auf Faxkaliber. Analysieren Sie die Daten mit der FCS-Express-Software, um den Ausdruck des Fahrzeugs zu bestimmen.Berechnen Sie dann die autopositiven Zellen in Kultur. Der A PC-Klon Nummer vier würde von K 5 62 Zellen abgeleitet werden, um erwünschte T-Zell-Co-stimulatorische Moleküle aufzutauen, die ein Aliquot von gefrorenen bestrahlten, A A PC in einem 37 Grad Celsius heißen Wasserbad auftauen. Waschen Sie dann die Zellen und CCM, zählen Sie die lebensfähigen Zellen durch Trip-Blue-Ausschluss auf und berechnen Sie die Anzahl der lebensfähigen A A PC, die für die Stimulation erforderlich sind.Mischen Sie die elektroporierten Zellen, die CAR exprimieren, und die gammabestrahlten A A PC in einem sterilen Behälter im Verhältnis eins zu zwei. Passen Sie das A-PC-Verhältnis für die Expression von car basierend auf der Durchflusszytometrie am Tag nach der Elektroporation an. Geben Sie 30 Nanogramm pro Milliliter IL 21 zur Zellsuspension. Dann pflegte Eloqua die sechs Zellen pro Milliliter in T-75-Kolben oder betrachtete Lebenskulturbeutel und kehrte zum Kulturinkubator zurück, um den Elektrotransfer von DNA-Plasmiden und die Vermehrung von T-Zellen auf gammabestrahltem Plasma durchzuführen.Ein PC kann verwendet werden, um eine klinisch ansprechende Anzahl von T-Zellen aus peripherem Blut und Nabelschnurblut für humane Anwendungen zu erzeugen. Bei dieser Charakterisierung von genetisch veränderten T-Zellen aus der peripheren Blutexpression von EGFP am Tag Null des ersten Stimulationszyklus werden Kontrollen für die Effizienz der Gentransferexpression von CD 19-spezifischem Auto mittels Durchflusszytometrie an CD drei positiven, CD acht positiven und CD vier positiven T-Zellen etwa 24 Stunden nach der Elektroporation bewertet. Und dann 28 Tage nach der Co-Kultur an A A die PC-Kinetik der Autoexpression auf T-Zellen, die in einem funktionell geschlossenen System gezüchtet wurden.Die Vermehrung von aus peripherem Blut gewonnenen autopositiven T-Zellen im Laufe der Zeit kann eine klinisch ansprechende Anzahl von T-Zellen erzeugen, die das Auto stabil exprimieren. Nach vierwöchiger Co-Kultur auf einem A PC beträgt die durchschnittliche Faltenexpansion von drei positiven Zöliakie-T-Zellen etwa 19.800 mit einer CAR-Expression von 90%. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man T-Zellen auswählt und vermehrt, die ein gewünschtes Auto exprimieren.Denken Sie daran, das übermäßige Wachstum von NK-Zellen zu überwachen. Die Elektroporation und Vermehrung von T-Zellen erfolgt in der Regel über vier siebentägige Stimulationszyklen. Weitere Untersuchungen, wie z.B. Zytokinfreisetzungs- und Zytotoxizitätsassays, können durchgeführt werden, um die umgeleitete Spezifität der genetisch veränderten T-Zellen im Bereich der adoptiven Immuntherapie zu bewerten.Diese Technik hilft uns, das therapeutische Potenzial von T-Zellen zu verstehen, die in den Menschen infundiert werden.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Eine schnelle, einfache und kostengünstige Protokoll für die Erzeugung von Spender-derived multivirus-spezifische CTLs (RCTL) zur Infusion einer allogenen hämatopoetischen Stammzelltransplantation (HSCT) Empfänger die Gefahr der Entwicklung CMV, Adv. oder EBV-Infektionen. Dieses Herstellungsverfahren ist GMP-konform und sollte die breitere Umsetzung von T-Zell-Immuntherapie über spezialisierte Zentren zu gewährleisten.

Generierung von Multivirus-spezifischen T-Zellen zu verhindern / zu behandeln virale Infektionen nach allogenen hämatopoetischen Stammzelltransplantation

Ein neuer DC unabhängige Methode zur Induktion und Expansion von Antigen-spezifischen T-Zellen beschrieben. HLA A2-Ig Basis künstlicher Antigen-präsentierende Zellen (AAPC) sind mit HLA-A2 restringierte Peptide effizient erweitern CTL verschiedener Antigen-Spezifität geladen. Diese Technologie birgt ein großes Potenzial für die CTL-basierte adoptiven Immuntherapie.

HLA-Ig Basierend Artificial Antigen-präsentierende Zellen für eine effiziente Ex vivo Erweiterung des menschlichen CTL

Hier beschreiben wir die erste Good Manufacturing Practice (GMP)-kompatiblen Verfahren zur Herstellung virus-spezifische zytotoxische T-Lymphozyten (CTL) aus Nabelschnurblut, eine Quelle von überwiegend naiven T-Zellen.

Ausbau zytotoxische T-Lymphozyten aus Nabelschnurblut, dass Target Cytomegalovirus, Epstein-Barr-Virus und Adenovirus

Generierung von T-Lymphozyten aus induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS-Zellen) gibt einen alternativen Ansatz der Verwendung von embryonalen Stammzellen für die T-Zell-basierten Immuntherapie. Verfahren zeigt, dass durch Verwendung von...

Gerichtete Differenzierung von induzierten pluripotenten Stammzellen in Richtung T-Lymphozyten

Wir stellen hier eine Methode zur Entwicklung von funktionellen Antigen (Ag)-spezifischen regulatorischen T-Zellen (Tregs) aus induzierten pluripotenten Stammzellen (iPSCs) für die Immuntherapie von Autoimmunarthritis in einem Mausmodell vor.

Entwicklung von Stammzellen abgeleiteten Antigen-spezifische regulatorische T-Zellen gegen Autoimmunität

Antigen-spezifische T-Zellen sind schwer zu charakterisieren oder Therapien aufgrund ihrer extrem niedrigen Frequenzen zu nutzen. Hier bieten wir ein Protokoll, um eine magnetische Partikel zu entwickeln, die zur antigenspezifischen T-Zellen binden können, um diese Zellen zu bereichern und dann erweitern sie mehrere hundertfachen zur Charakterisierung und Therapie.

Bereichern Sie und erweitern Sie seltene antigenspezifischen T-Zellen mit magnetischen Nanopartikeln

Dieser Artikel beschreibt eine neuartige Methode zur Erzeugung von Tumorantigen-spezifischen induzierten pluripotenten Stammzellen-abgeleiteten thymischen Auswanderern (iTE) durch ein dreidimensionales (3D) thymische Kultursystem. iTE sind eine homogene Teilmenge von T-Zellen, die eng mit naiven T-Zellen verwandt sind und die Fähigkeit zur Proliferation, Gedächtnisbildung und Tumorunterdrückung haben.

Ein dreidimensionales thymisches Kultursystem zur Generierung von murine induzierten pluripotenten Stammzell-abgeleiteten Tumor-Antigen-spezifischen thymischen Auswanderern

Ziel dieses Protokolls ist es, nichtmenschlichen Primaten CD34 isolieren+ Zellen aus grundiert Knochenmark, um diese Zellen mit Lentivirale Vektoren gen zu modifizieren und ein Produkt zur Infusion in die autologe Host vorzubereiten. Die Gesamt-Protokoll-Länge ist ca. 48 h.

Vorbereitung und gentechnische Veränderung von Nichtmenschen Primas hämatopoetischen Stammzellen und Vorläuferzellen

Hier wird ein Protokoll zur wirksamen Unterdrückung der Hepatitis-B-Virus -Replikation (HBV) bei Mäusen unter Verwendung des Adoptivzelltransfers (ACT) von Stammzell-abgeleitetem viralem Antigen (Ag)-spezifischen T-Lymphozyten vorgestellt. Dieses Verfahren kann für eine mögliche ACT-basierte Immuntherapie der HBV-Infektion angepasst werden.

Stammzell-abgeleitete virale Ag-spezifische T-Lymphozyten unterdrücken HBV-Replikation bei Mäusen

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein optimiertes hämatopoetisches Stamm- und Vorläuferzell-Kulturverfahren (HSPC) für die robuste Anpflanzung von geneditierten Zellen in vivo.

CRISPR/Cas9-Gen-Editing von hämatopoetischen Stamm- und Vorläuferzellen für gentherapeutische Anwendungen

Dieses Protokoll bietet einen optimierten Arbeitsablauf zur Generierung und zum Testen von humanen chimären Antigenrezeptor-regulatorischen T-Zellen (CAR-Tregs).

Erzeugung humaner chimärer Antigenrezeptor-regulatorischer T-Zellen

Lernen Sie die genetische Modifikation von T-Zellen mit dem Sleeping-Beauty-System zur Expression chimärer Antigenrezeptoren für die Krebsimmuntherapie. Diese Methode ermöglicht die kostengünstige Herstellung klinisch relevanter Zellzahlen.

Klinische Anwendung der Dornröschen Und künstliche Antigen präsentierenden Zellen genetisch zu verändern T Zellen aus dem peripheren und Nabelschnurblut (Video) | JoVE Journal

Klinische Anwendung der

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