Name: Ein orthotopen Blasenkrebs-Modell für Gene Delivery Studies (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-01T22:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 48 s
Description: Erfahren Sie die Katheterisierung zur Implantation von MB49-Blasenkrebszellen in Mäusen für Gentherapie-Studien. Dieses orthotope Modell ermöglicht die Bewertung adenoviraler Genexpression mittels Luciferase-Assay.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Arbeit wurde vom NIH R21 CA143505 Christina Voelkel-Johnson unterstützt.

Alle Verfahren, die Tiere sind überprüft worden und wurden von der Institutional Animal Care und Verwenden Ausschuss an der Medizinischen Universität von South Carolina genehmigt. Das Protokoll wurde unter USDA Kategorie D für Schmerzen zugelassen. 1. Zellimplantation <ol><li> Zwei Tage vor der Durchführung des Verfahrens, Platte 1 x 10 6 Zellen in MB49-T-25-Kolben. Verwenden DMEM high glucose, ergänzt mit 10% FBS (und Antibiotika, falls gewünscht). Ein Kolben ist ausreichend für jede Gruppe von bis zu fünf Mäusen, die betäubt und parallel implantiert wird. </li><li> Am Tag des Verfahrens, bereiten Trypsin zur Instillation durch Verdünnen 0,25% sterile Gewebekulturqualität Trypsin zu 0,125% mit sterilem DMEM Grundmedium (1:2 Verdünnung). 1,2 ml ist ausreichend für 10 Mäuse. Legen Sie in einem 37 ° C im Wasserbad ins Gleichgewicht. </li><li> Vorwärmen ein Heizkissen und positionieren Sie es unter den Raketenspitzen des Narkosesystem, das verwendet wird, um i liefern werdensoflurane. Legen Sie eine saubere, saugfähige Unterlage über das Heizkissen. </li><li> Zeigen Mäuse in die Induktionskammer des Anästhesiesystem und induzieren Anästhesie mit 3% Isofluran. Bei Mäusen haben Bewusstsein, das durch den Verlust der Zehen-Prise Reflex prüft verloren geht, übergeben sie an die Raketenspitzen. Stellen Sie sicher, dass jedes Tier in Rückenlage und richtig auf dem Heizkissen gelegt, um die Körpertemperatur aufrecht zu erhalten. </li><li> Reduzieren Sie die Isofluran-Konzentration auf 2% bis Narkose aufrecht zu erhalten. </li><li> Bewerben Augensalbe in beide Augen, um ein Austrocknen zu verhindern. </li><li> Optionaler Schritt: Entfernen Bauch Haar. Haar auf dem Unterleib muss entfernt werden, wenn in-vivo-Biolumineszenz-Bildgebung durchgeführt werden kann. <ol><li> Eine großzügige Schicht von Enthaarungscreme wie Veet, auf den niedrigsten Platz 1 in der Fell am Bauch, kümmert sich nicht um die äußeren Genitalien zu treten. Warten Sie 3 min. </li><li> Entfernen Sie Haare durch Reiben Sie den Bereich mit einem trockenen Schwamm, und dann mit einem feuchten Schwamm, um die Haut zu reinigen. Einmal wiederholen, falls erforderlich. </li></ol></li><li> Katheterisierung der Harnblase <ol><li> Schmieren Sie eine neue, sterile 24 G pädiatrischen Venenkatheter mit einem nicht reizenden Gleitgel wie KY. Entfernen und Entsorgen der Nadel. Wenn Austreten von Flüssigkeit um den Katheter ist ein häufiges Problem, dh. es tritt häufiger als in einem von zehn Mäusen, größere Bohrung Katheter (20 G) verwendet werden. Dies kann ein wichtiger Gesichtspunkt bei Mäusen älter als 8 Wochen. </li><li> Halten Sie die Nabe des Katheters, verwenden Sie den Daumen und Zeigefinger der anderen Hand auf die Hinterbeine der Maus verbreitet und setzen die Harnröhrenmündung. Den Katheter vorsichtig in die Harnröhre in einem 45 °-Winkel, die Änderung der Winkel, um ein parallel mit der Bank, um sie vollständig einfügen. </li><li> Nach dem vollständigen Einführen des Katheters leicht anheben, indem sie es auf die Bank parallel und visuell zu bestätigen, dass sie in der Harnröhre und nicht die Vagina, die nachstehend es platziert wird. Wenn richtig positioniert, wird der Katheter in der Lage zu sein,vollständig eingeschoben, da die Vagina ist kürzer als der Harnröhre. </li><li> Reduzieren Sie die Isofluran-Konzentration auf 1%. </li></ol></li><li> Bringen Sie einen Tipp zu einem P200 Pipette und Urin aus der Blase zu entfernen, indem Saugwirkung auf das äußere Ende des Katheters. Verbleib Urin von der Nabe des Katheters. Entsorgen Urin und lassen Katheter an Ort und Stelle. </li><li> Vorsichtig pipettieren, 80 ul 0,125% Trypsin-Lösung in die Nabe des Katheters Luftblasen vermeiden. Bringen Sie eine 1 ml Luft gefüllten Spritze mit dem Katheteransatz und den Kolben langsam drücken 0,1-0,2 ml, um das Trypsin in die Blase zu liefern. </li><li> Lassen Sie die Spritze und Katheter-Anordnung an Ort und Stelle für 15 min. Wiederholen Sie die Schritte 1,8-1,11 für jede der verbleibenden Mäuse anästhesiert (bis zu 4). Fahren Sie mit dem nächsten Schritt während der Wartezeit. TIPP: Zunächst kann es hilfreich sein, jemand anderes die Zellen (Schritt 1.12) vorzubereiten. </li><li> Bereiten MB49-Zellen für die Implantation. Zellen wurden bei 1 x 10 6 pro T-2 plattiert5 Kolben 48 Stunden vor der Implantation (Schritt 1.1). <ol><li> Entfernen Sie das Medium, und fügen Sie 500 ul von 0,25% Trypsin in den Kolben. Wenn Zellen lösen 5 ml komplettem DMEM, um Zellen zu resuspendieren. Entfernen Sie ein 50 ul Aliquot zu zählen, und den Rest Zentrifuge bei 1.000 rpm für 5 min. Während der Zentrifugation Schritt weiter 1.12.2 und 1.12.3 Schritte. </li><li> Zählen Sie die Zellen mit einer Zählkammer. Berechnen Sie die Zellen / ml. Errechnet die an das Zellpellet bis 4 x 10 6 Zellen / ml (2 x 10 5 Zellen pro 50 &amp;mgr; l) Volumen zu bringen. </li><li> Überstand abgießen von Zellen zentrifugiert und das Pellet in DMEM Grundmedium mit dem erforderlichen Zellen auf 4 x 10 6 Zellen / ml (wie in Schritt 1.12.2 berechnet) Volumen auszusetzen. Halten Zellen bei Raumtemperatur. </li></ol></li><li> Wenn die 15 Minuten-Zeitpunkt für Trypsin Behandlung von Blasen erreicht ist, nehmen Sie den Luftspritze aus dem Katheter wobei der Katheter an Ort und Stelle. Gesamte Trypsin werden normalely fließen zurück durch den Katheter. Entfernen Sie alle restlichen Trypsin aus der Blase durch Absaugen mit dem P200-Pipette, wie in Schritt 1.9 oben und entsorgen. </li><li> Unmittelbar Je 50 ul der Zellsuspension MB49 in die Nabe des Katheters. Befestigen Sie die 1 ml Luft gefüllte Spritze an der Nabe des Katheters und liefern die Zellen in die Blase durch langsames Drücken Sie den Kolben 0,1-0,2 ml. Wiederholen Sie diesen Schritt bis zu vier weitere Male, um alle fünf Mäuse implantieren. Verwerfen Sie Zellen. </li><li> Verlassen der Katheter-Spritze Montage an Ort und Stelle, damit sich die Zellen in der Blase für 50 min verweilen. </li><li> Aus der Harnröhre zurückziehen vorsichtig die Katheter-Spritze Montage. Drehen Sie die Isofluran-Konzentration auf Null und bewegen Jede Maus ein oder zwei von der Nasenkegel auf dem Heizkissen erholen Zoll. </li><li> Wenn eine Maus hat seine Aufrichtungsreflexes wieder, bringen Sie es in seinen Käfig. </li></ol> 2. Intravesikale Lieferung von Adenovirus (8 Tage nach der Implantation von Zellen) </p&gt; ACHTUNG: Dieser Teil der Adenovirus-Protokoll verwendet, die ein infektiöses Agens ist und sollte unter strenger BSL2 Leitlinien behandelt werden (http://oma.od.nih.gov/manualchapters/intramural/3035/). Alle Verfahren mit Infektionserregern durchgeführt wurden von der Institutional Biosafety Committee der Medical University of South Carolina genehmigt. <ol><li> Acht Tage nach der Implantation Mäuse mit MB49-Zellen, überprüfen Hämaturie. Pick-up einzelner Tiere über einem weißen Stück saugfähiges Papier und drücken Sie vorsichtig auf den Bauch, um Tropfen Urin auf das Papier tupfen. Urin, die rosa bis rot ist, zeigt Hämaturie und ist ein Zeichen dafür, dass Tumoren festgestellt haben. Tumoraufnahmerate mindestens 80% und mit ausgezeichneter Technik kann so hoch wie 100% sein. </li><li> Auftauen adenoviralen Lager auf Eis und in sterile, Raumtemperatur PBS verdünnt auf 10 9 PFU/50 ul (2 x 10 10 PFU / ml). </li><li> Anesthetize Mäusen, wie oben beschrieben, in Schritten von 1,3 bis 1,6. </li><li> Katheterisieren Mäuse wie in den Schritten 1.8 beschrieben und Urin zu entfernen, wie in Schritt 1.9 </li><li> Nach dem Urin entfernt wird, unmittelbar Je 50 ul der Virussuspension in die Nabe des Katheters. Befestigen Sie die 1 ml Luft gefüllte Spritze an der Nabe des Katheters und liefern das Virus auf die Blase durch langsames Drücken Sie den Kolben 0,1-0,2 ml. </li><li> Verlassen der Katheter-Spritze Montage an Ort und Stelle, kann sich der Virus in der Blase für 40 Minuten verweilen. </li><li> Zurückzutreten vorsichtig die Katheter-Spritzenaufbaus aus der Harnröhre, und entsorgen in 10% Bleichmittel-Lösung, um alle verbleibenden Virus inaktivieren. </li><li> Drehen Sie die Isofluran-Konzentration auf Null und bewegen Jede Maus ein oder zwei von der Nasenkegel auf dem Heizkissen erholen Zoll. </li><li> Wenn eine Maus hat seine Aufrichtungsreflexes wieder, bringen Sie es in seinen Käfig. </li><li> Mark Käfige, dass Mäusen zeigen, haben mit Adenovirus eingeflößt. Virus für mehrere Tage in den Käfig Bettwäsche vergossen werden und alle Käfige und Bettwäsche müssensachgemäßer Handhabung und desinfiziert. </li></ol>

<ol><li>Siegel, R., Naishadham, D., Jemal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cancer+statistics%2C+2012%5BTitle%5D)+AND+%22CA+Cancer.+J.+Clin%22%5BJournal%5D)">Cancer statistics, 2012.</a> CA Cancer. J. Clin. 62 (1), 10-29 (2012).</li>
<li>Seager, C. M., Puzio-Kuter, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravesical+delivery+of+rapamycin+suppresses+tumorigenesis+in+a+mouse+model+of+progressive+bladder+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Prev.+Res%22%5BJournal%5D)">Intravesical delivery of rapamycin suppresses tumorigenesis in a mouse model of progressive bladder cancer.</a> Cancer Prev. Res. 2 (12), 1008-1014 (2009).</li>
<li>Chodak, G. W., Shing, Y., Borge, M., Judge, S. M., Klagsbrun, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presence+of+heparin+binding+growth+factor+in+mouse+bladder+tumors+and+urine+from+mice+with+bladder+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Presence of heparin binding growth factor in mouse bladder tumors and urine from mice with bladder cancer.</a> Cancer Res. 46 (11), 5507-5510 (1986).</li>
<li>De Boer, E. C., Teppema, J. S., Steerenberg, P. A., De Jong, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retrovirus+type+C+in+the+mouse+bladder+carcinoma+cell+line+MBT-2%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Retrovirus type C in the mouse bladder carcinoma cell line MBT-2.</a> J. Urol. 163 (6), 1999-2001 (2000).</li>
<li>Lodillinsky, C., Rodriguez, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+invasive+orthotopic+bladder+cancer+model+with+high+cathepsin+B+activity+resembling+human+bladder+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Novel invasive orthotopic bladder cancer model with high cathepsin B activity resembling human bladder cancer.</a> J. Urol. 182 (2), 749-755 (2009).</li>
<li>Jurczok, A., Fornara, P., Soling, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioluminescence+imaging+to+monitor+bladder+cancer+cell+adhesion+in+vivo%3A+a+new+approach+to+optimize+a+syngeneic%2C+orthotopic%2C+murine+bladder+cancer+model%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">Bioluminescence imaging to monitor bladder cancer cell adhesion in vivo: a new approach to optimize a syngeneic, orthotopic, murine bladder cancer model.</a> BJU Int. 101 (1), 120-124 (2008).</li>
<li>Brocks, C. P., Buttner, H., Bohle, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+tumor+implantation+by+intravesical+gemcitabine+in+a+murine+model+of+superficial+bladder+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Inhibition of tumor implantation by intravesical gemcitabine in a murine model of superficial bladder cancer.</a> J. Urol. 174 (3), 1115-1118 (2005).</li>
<li>Wu, Q., Esuvaranathan, K., Mahendran, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+the+response+of+orthotopic+bladder+tumors+to+granulocyte+macrophage+colony-stimulating+factor+therapy+using+the+prostate-specific+antigen+gene+as+a+reporter.+Clin%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Monitoring the response of orthotopic bladder tumors to granulocyte macrophage colony-stimulating factor therapy using the prostate-specific antigen gene as a reporter. Clin.</a> Cancer Res. 10 (20), 6977-6984 (2004).</li>
<li>Wu, Q., Mahendran, R., Esuvaranathan, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonviral+cytokine+gene+therapy+on+an+orthotopic+bladder+cancer+model%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Nonviral cytokine gene therapy on an orthotopic bladder cancer model.</a> Clin. Cancer Res. 9 (12), 4522-4528 (2003).</li>
<li>Bonfil, R. D., Russo, D. M., Binda, M. M., Delgado, F. M., Vincenti, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Higher+antitumor+activity+of+vinflunine+than+vinorelbine+against+an+orthotopic+murine+model+of+transitional+cell+carcinoma+of+the+bladder%5BTitle%5D)+AND+%22Urol.+Oncol%22%5BJournal%5D)">Higher antitumor activity of vinflunine than vinorelbine against an orthotopic murine model of transitional cell carcinoma of the bladder.</a> Urol. Oncol. 7 (4), 159-166 (2002).</li>
<li>Bohle, A., Jurczok, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+bladder+carcinoma+cell+adhesion+by+oligopeptide+combinations+in+vitro+and+in%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Inhibition of bladder carcinoma cell adhesion by oligopeptide combinations in vitro and in.</a> 167 (1), 357-363 (2002).</li>
<li>Gunther, J. H., Jurczok, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+syngeneic+orthotopic+murine+bladder+cancer+%28MB49%29%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Optimizing syngeneic orthotopic murine bladder cancer (MB49).</a> Cancer Res. 59 (12), 2834-2837 (1999).</li>
<li>Gunther, J. H., Frambach, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+acetylic+salicylic+acid+and+pentoxifylline+on+the+efficacy+of+intravesical+BCG+therapy+in+orthotopic+murine+bladder+cancer+%28MB49%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Effects of acetylic salicylic acid and pentoxifylline on the efficacy of intravesical BCG therapy in orthotopic murine bladder cancer (MB49).</a> J. Urol. 161 (5), 1702-1706 (1999).</li>
<li>Dobek, G. L., Godbey, W. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+orthotopic+model+of+murine+bladder+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">An orthotopic model of murine bladder cancer.</a> J Vis Exp. (48), (2011).</li>
<li>Tham, S. M., Ng, K. H., Pook, S. H., Esuvaranathan, K., Mahendran, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+and+microenvironment+modification+during+progression+of+murine+orthotopic+bladder+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Dev.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Tumor and microenvironment modification during progression of murine orthotopic bladder cancer.</a> Clin. Dev. Immunol. 2011, 865684(2011).</li>
<li>Seow, S. W., Cai, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lactobacillus+rhamnosus+GG+induces+tumor+regression+in+mice+bearing+orthotopic+bladder+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Sci%22%5BJournal%5D)">Lactobacillus rhamnosus GG induces tumor regression in mice bearing orthotopic bladder tumors.</a> Cancer Sci. 101 (3), 751-758 (2009).</li>
<li>Mangsbo, S. M., Ninalga, C., Essand, M., Loskog, A., Totterman, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CpG+therapy+is+superior+to+BCG+in+an+orthotopic+bladder+cancer+model+and+generates+CD4%2B+T-cell+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunother%22%5BJournal%5D)">CpG therapy is superior to BCG in an orthotopic bladder cancer model and generates CD4+ T-cell immunity.</a> J. Immunother. 31 (1), 34-42 (2008).</li>
<li>Loskog, A. S., Fransson, M. E., Totterman, T. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((AdCD40L+gene+therapy+counteracts+T+regulatory+cells+and+cures+aggressive+tumors+in+an+orthotopic+bladder+cancer+model%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">AdCD40L gene therapy counteracts T regulatory cells and cures aggressive tumors in an orthotopic bladder cancer model.</a> Clin. Cancer Res. 11 (24 Pt 1), 8816-8821 (2005).</li>
<li>Loskog, A., Ninalga, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+the+MB49+mouse+bladder+cancer+model+for+adenoviral+gene+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Optimization of the MB49 mouse bladder cancer model for adenoviral gene therapy.</a> Lab Anim. 39 (4), 384-393 (2005).</li>
<li>Bockholt, N. A., Knudson, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anti-Interleukin-10R1+Monoclonal+Antibody+Enhances+Bacillus+Calmette-Guerin+Induced+T-Helper+Type+1+Immune+Responses+and+Antitumor+Immunity+in+a+Mouse+Orthotopic+Model+of+Bladder+Cancer%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Anti-Interleukin-10R1 Monoclonal Antibody Enhances Bacillus Calmette-Guerin Induced T-Helper Type 1 Immune Responses and Antitumor Immunity in a Mouse Orthotopic Model of Bladder Cancer.</a> J. Urol. 187 (6), 2228-2235 (2012).</li>
<li>Watanabe, F. T., Chade, D. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Curcumin%2C+but+not+Prima-1%2C+decreased+tumor+cell+proliferation+in+the+syngeneic+murine+orthotopic+bladder+tumor+model%5BTitle%5D)+AND+%22Clinics%22%5BJournal%5D)">Curcumin, but not Prima-1, decreased tumor cell proliferation in the syngeneic murine orthotopic bladder tumor model.</a> Clinics. 66 (12), 2121-2124 (2011).</li>
<li>Chade, D. C., Andrade, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histopathological+characterization+of+a+syngeneic+orthotopic+murine+bladder+cancer+model%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Braz.+J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Histopathological characterization of a syngeneic orthotopic murine bladder cancer model.</a> Int. Braz. J. Urol. 34 (2), 220-226 (2008).</li>
<li>Luo, Y., Chen, X., O'Donnell, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+prostate+specific+antigen+to+measure+bladder+tumor+growth+in+a+mouse+orthotopic+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Use of prostate specific antigen to measure bladder tumor growth in a mouse orthotopic model.</a> J. Urol. 172, 2414-2420 (2004).</li>
<li>Zhang, Z., Xu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+therapeutic+potential+of+SA-sCD40L+in+the+orthotopic+model+of+superficial+bladder+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Oncol%22%5BJournal%5D)">The therapeutic potential of SA-sCD40L in the orthotopic model of superficial bladder cancer.</a> Acta Oncol. 50 (7), 1111-1118 (2011).</li>
<li>Kohno, S., Luo, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Herpes+simplex+virus+type+1+mutant+HF10+oncolytic+viral+therapy+for+bladder+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Urology%22%5BJournal%5D)">Herpes simplex virus type 1 mutant HF10 oncolytic viral therapy for bladder cancer.</a> Urology. 66 (5), 1116-1121 (2005).</li>
<li>Kikuchi, E., Menendez, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+efficient+gene+delivery+for+bladder+cancers+by+intravesically+administered+replication-competent+retroviral+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Highly efficient gene delivery for bladder cancers by intravesically administered replication-competent retroviral vectors.</a> Clin. Cancer Res. 13 (15 Pt 1), 4511-4518 (2007).</li>
<li>Siemens, D. R., Austin, J. C., See, W. A., Tartaglia, J., Ratliff, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+gene+transfer+efficiency+by+viral+vectors+to+murine+bladder+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Evaluation of gene transfer efficiency by viral vectors to murine bladder epithelium.</a> J. Urol. 165 (2), 667-671 (2001).</li>
<li>Siemens, D. R., Crist, S., Austin, J. C., Tartaglia, J., Ratliff, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+viral+vectors%3A+gene+transfer+efficiency+and+tissue+specificity+in+a+bladder+cancer+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Comparison of viral vectors: gene transfer efficiency and tissue specificity in a bladder cancer model.</a> J. Urol. 170 (3), 979-984 (2003).</li>
<li>Black, P. C., Shetty, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validating+bladder+cancer+xenograft+bioluminescence+with+magnetic+resonance+imaging%3A+the+significance+of+hypoxia+and+necrosis%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">Validating bladder cancer xenograft bioluminescence with magnetic resonance imaging: the significance of hypoxia and necrosis.</a> BJU Int. 106 (11), 1799-1804 (2010).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Die in diesem Protokoll beschriebenen primären Methodik ist Katheterisierung der Maus Blasen, die breite Anwendungen zur Instillation von Zellen oder der Agenten, für die lokale Zustellung in die Blase Epithel bestimmt hat. Die spezifische Protokoll oben skizzierten für Kurzzeitstudien (~ 10 Tage) optimiert. Implantieren der genauen Anzahl der Zellen ist kritisch, da eine höhere Anzahl von Zellen in schneller Tumorwachstum und möglicherweise Verlust von Tieren durch große Tumorbelastung führen. Mit 200.000 MB49-Zellen z...

Blasenkrebs ist die zweithäufigste Krebserkrankung des Urogenitaltraktes mit fast 75.000 Neuerkrankungen und 15.000 Todesfällen im Jahr 2012 1 erwartet. Hohe Rezidivraten erfordern lebenslanges Follow-up, die Blasenkrebs eines der teuersten Krebsarten behandelbar machen. Blasenkrebs, die die Muskelschicht eingedrungen hat, kann zu Leber-, Lungen-oder Knochen über das Lymphsystem metastasieren. Multimodale Therapie von fortgeschrittenen Tumoren führt nur zu 20-40% Überlebensrate nach 5 Jahren. Daher sind effektive Behandlungsstrategien zur Verringerung des Wiederauftretens und Progression der oberflächlichen Blasenkrebs sowie die Verbesserung der Therapieergebnisse bei Patienten mit fortgeschrittener Krankheit abzielen dringend erforderlich. Entwicklung neuartiger Therapeutika erfordert präklinischen Modellen zur Beurteilung der Wirksamkeit nach der ersten in-vitro-Beurteilung. Der Tumor-Mikroumgebung wesentlich beeinflussen können Krebsentwicklung und Reaktionsfähigkeit, die die Notwendigkeit für Präklinik hebtal Modelle, in denen Tumoren entstehen oder in der Ursprungsorgan eingerichtet werden. Ein Ansatz ist die Entwicklung von transgenen Modellen, in denen Tumore spontan auftreten oder können in einer organspezifischen Weise induziert werden. Eine hervorragende Protokoll einer transgenen Blasenkrebs-Modell wurde vor kurzem veröffentlicht 2. Der Nachteil von transgenen Modellen ist, dass Tumoren neigen dazu, langsam und mit weniger Einheitlichkeit als gewünscht zu entwickeln. Darüber hinaus hat die Kosten der Aufrechterhaltung einer Zuchtkolonie zu berücksichtigen. Eine Alternative zu transgenen Modellen orthotope Implantation von Tumorzellen, die den Vorteil der kurzen Zeitrahmen für die Tumoretablierung im Handel erhältlich Mäusen hat. Während einige menschliche Blasenkarzinom Zelllinien können orthotopisch gezüchtet werden (die wir erfolgreich verwendet UM-UC-3), kann es wünschenswert sein Tumoren in immunkompetenten Mäusen zu etablieren. Zwei murinen Blasenkrebszelllinien, die orthotop wachsen MBT-2 und 3 MB49. Da MBT-2-Zellen mit replizierenden verunreinigtTyp C Retrovirus 4, haben wir MB49-Zellen, die für unsere Untersuchungen ausgewählt. Es ist wichtig zu beachten, daß MB49-Zellen wurden aus einer männlichen Maus isoliert und orthotope Implantation sind aus anatomischen Gründen in weiblichen Mäusen durchgeführt. Dies hat den Vorteil der einfachen Identifizierung der implantierten Zellen durch Marker des Y-Chromosoms, aber die Fehlanpassung Geschlecht kann ein Nachteil für immunologische Untersuchungen sein. Die Blase Epithel wird durch eine Glycosaminoglycan (GAG)-Schicht, die als Barriere für eine Infektion durch Mikroorganismen fungiert ausgekleidet. Diese Barriere kann auch mit der Implantation der Tumorzellen und mehrere Verfahren stören entwickelt worden, um diese Schwierigkeit zu (Tabelle 1) zu überwinden. Elektrokauter wurde ausgiebig als physikalische Mittel, um die GAG-Schicht 5-13 und ein Protokoll zeigt, Elektrokauter hat vor kurzem in JoVE 14 veröffentlicht worden stören eingesetzt. Allerdings sollte ein Elektrokauter Gerät nicht verfügbar sein, bedeutet, um die chemischen G zerstörenAg-Schicht, wie Silbernitrat oder Poly-L-Lysin kann auch verwendet werden, 15-24. Tumoren wirksam durch eine kurze Belichtung der Blase auf ein kleines Volumen von Silbernitrat fest (5-10 ul 0,15-1,0 M, ~ 10 Sekunden) oder länger Kontakt mit Poly-L-lysin (100 ul 0,1 mg / ml 20 min) (Tabelle 1). Hier beschreiben wir eine Methode, die Trypsin verwendet, um die Implantation von MB49-Zellen zu erleichtern. In einem Versuch, therapeutische Ansätze für Blasenkrebs zu verbessern, hat die Gentherapie erhebliche Aufmerksamkeit erregt. Aus klinischer Sicht ist Blasenkrebs ein ideales Ziel für die Gentherapie durch die einfache Zugänglichkeit der Orgel und die Möglichkeit, vor Ort die Nutzlast liefern. Virale Vektoren, die für Blasenkrebs Gentherapie erforscht worden sind, schließen eine onkolytischen Herpes-simplex-Virus 25, 26 Retrovirus, Kanarienpockenvirus 27, Vaccinia-Virus, AAV und adenoviruS 28. Im zweiten Teil des Protokolls, beschreiben wir ein Verfahren für die virale Liefer, die praktisch identisch mit der Instillation der Tumorzellen ist. Von Interesse in unserem Labor ist die Entwicklung von neuartigen Ansätzen zur Gen-Lieferung, die wir beurteilen, über Biolumineszenz mit einer Adenovirus-Vektor, der ein Transgen Luciferase ausdrückt. Jedoch kann die Methodik der Blasenkatheter zur Abgabe von verschiedenen Mitteln verwendet werden und hat daher eine breite Anwendbarkeit.

<table><tbody><tr><td> Name des Reagenzes </td><td>Firma</td><td>Katalognummer</td><td> Kommentare </td></tr><tr><td> 6-8 Wochen alte weibliche Mäuse </td><td>Jackson Laboratories</td><td>Stammname: C57BL/6J Lagernummer: 000664</td><td> </td></tr><tr><td> Trypsin* </td><td>MediaTech</td><td>MT25-053-CI</td><td> Bezogen durch Fisher </td></tr><tr><td> DMEM* </td><td>MediaTech</td><td>MT10-017-CV</td><td> Gewonnen durch Fisher</tr><tr><td> > FBS </td><td>Hyclone</td><td>SH30071.03</td><td> Hitzeinaktiviert </td></tr><tr><td> T25-Kolben* </td><td>Corning Costar</td><td>Corning Nr.:3056 Fisher: 07-200-63</td><td> Gewonnen durch Fisher </td></tr><tr><td> MB49 Zellen </td><td>N/A</td><td>N/A</td><td> Von Dr. Boehle (siehe Referenz11) </td></tr><tr><td> Puralube Vet Salbe* </td><td>Pharmaderm</td><td>Henry Schein Company Nr.: 036090-6050059 Fisher: NC9676869</td><td> Bezogen durch Fisher </td></tr><tr><td> Enthaarungscreme: Veet </td><td>örtliche Apotheke</td><td></td><td> </td></tr><tr><td> Gleitmittel: K-Y Jelly </td><td>lokale Apotheke</td><td></td><td> </td></tr><tr><td> Katheter* </td><td>Exel International</td><td>Exel International Nr.:26751; Fisher: 14-841-21</td><td> Bezogen durch Fisher </td></tr><tr><td> Isofluran </td><td>Terrell</td><td>NDC 66794-011-25</td><td> Bezogen über die Krankenhausapotheke </td></tr><tr><td> 1 ml TB-Spritzen mit Aufsteckspitze </td><td>Becton Dickinson</td><td>BD309659 Fisher:14-823-434</td><td> </td></tr><tr><td> D-Luciferin </td><td>Gold Biotechnologies</td><td>L-123-1</td><td> </td></tr><tr><td> Ad-CMV-Luc </td><td>VectorBiolabs</td><td>1000; Fordern Sie eine großtechnische Amplifikation und CsCl-Aufreinigung für die Verwendung in in vivo an</td><td> Infektionserreger, der eine BSL2-Eindämmung erfordert</tr><tr><td> > Steady-Glo&nbsp; Luciferase Assay System </td><td>Promega</td><td>E2510 (10 ml), E2520 (100 ml) oder E2550 (10 x 100 ml)</td><td> </td></tr><tr><td colspan="4">*über mehrere Anbieter erhältlich</td></tr><tr><td colspan="4">EQUIPMENT</td></tr><tr><td> Anästhesiesystem </td><td>E-Z Systeme, Euthanex Corporation</td><td>Anästhesiesystem: EZ7000 5-Port-Maus-Rückatmungsgerät: EZ109</td><td> Bezogen durch Fisher</tr><tr><td> > Xenogen IVIS 200 </td><td>Caliper Life Sciences</td><td>http://www.caliperls.com/products/preclinical-imaging/ivis-imaging-system-200-series.htm</td><td> </td></tr><tr><td> FLUOstar Optima </td><td>BMG Labtech</td><td>http://www.bmglabtech.com/products/microplate-reader/instruments.cfm?product_id=2</td><td> </td></tr></tbody></table>

ein orthotopen blasenkrebs-modell für gene delivery studies

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Blasenkrebs ist die zweithäufigste Krebserkrankung des Urogenitaltraktes und neue therapeutische Ansätze, die eine Wiederkehr zu reduzieren und das Fortschreiten benötigt werden. Der Tumor-Mikroumgebung wesentlich beeinflussen können Tumorentstehung Antwort. Es ist daher oft wünschenswert, um Tumorzellen in das Organ, von dem sie stammen, zu wachsen. Dieses Protokoll beschreibt eine orthotope Modell von Blasenkrebs, in der MB49 murinen Blasenkarzinom-Zellen werden über Katheter in die Blase instilliert. Erfolgreiche Implantation der Tumorzellen in diesem Modell erfordert Unterbrechung des Schutz Glycosaminoglycan Schicht, die durch physikalische oder chemische Mittel erreicht werden können. In unserem Protokoll die Blase mit Trypsin vor der Zell Instillation behandelt. Katheterisierung der Harnblase kann auch zur Therapie liefern, sobald die Tumoren etabliert werden wird. Dieses Protokoll beschreibt die Bereitstellung eines adenoviralen Konstrukts, das ein Luciferase-Reporter-Gen exprimiert. Während our-Protokoll wurde für den Kurzzeitstudien optimiert und konzentriert sich auf die Gen-Lieferung, die Methodik der Maus Blasenkatheter hat breite Anwendungen.

Hämaturie ist in fast alle Mäuse innerhalb von 8 Tagen nach der Implantation von 200.000 MB49-Zellen beobachtet. Wie in Abbildung 1 gezeigt, Blasengewicht mehr als verdoppelt von 34,7 ± 3,3 mg (Bereich 31 bis 37 mg, n = 4) in nontumor tragenden Mäusen auf 87,5 ± 19,2 mg (Bereich von 77 bis 120 mg, n = 10) bei Mäusen, die wurden mit MB49-Zellen implantiert. In Bezug auf die Gen-Lieferung, fanden wir, dass die Abbildung Mäuse 24 Stunden nach der Virus Einträufeln ergibt ein stärkeres Signal als nach 48 h ...

Implantation von Krebszellen in das Ursprungsorgan als nützliches präklinischen Modell, um neue Therapien zu evaluieren zu dienen. MB49-Blasenkarzinomzellen in der Blase nach intravesikale Instillation gezüchtet werden. Dieses Protokoll zeigt, Katheterisierung der Blase der Maus für die Zwecke der Tumorimplantation und adenoviraler Lieferung.

Ein orthotopen Blasenkrebs-Modell für Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, bei Mäusen konsistent und schnell Tumoren in der Harnblase zu erzeugen, die anschließend zur Prüfung von Therapien gegen Blasenkrebs verwendet werden können. Dies wird erreicht, indem zunächst Krebszellen mittels Katheterisierung in die Harnblase von Mäusen eingebracht werden. Acht Tage später wird die Katheterisierung wiederholt, um ein Adenovirus zu applizieren, das ein Luciferase-Reportergen exprimiert.Ein Tag später wird die virale Genexpression mittels eines Luciferase-Assays gemessen. Die erhaltenen Ergebnisse zeigen die Bedingungen auf, unter denen eine optimale Genexpression erreicht werden kann. Die visuelle Demonstration dieser Technik ist entscheidend, da die Katheterisierung und die Applikationsschritte schwer zu erlernen sind und da eine Beschädigung der Harnblase oder ein Austritt des applizierten Materials möglich ist.Zwei Tage vor der Zellimplantation wurden 1 × 10⁶ MB 49-Zellen in T-25-Flaschen mit hochglukosehaltigem DMEM, ergänzt mit 10 % FBS, am Tag des Eingriffs ausgesät. Bereiten Sie Trypsin zur Entfernung vor, indem Sie steriles 0,25 %iges, für die Zellkultur geeignetes Trypsin mit DMEM-Basenmedium verdünnen. Stellen Sie die Lösung in ein Wasserbad mit 37 °C, um sie vorzuwärmen, und platzieren Sie eine beheizte Unterlage unter den Nasenkonus des Anästhesiesystems, das zur Applikation von Isofluran verwendet wird.Legen Sie nach der Anästhesie der Mäuse mit 3 % Isofluran ein sauberes absorbierendes Pad über die Heizplatte. Führen Sie einen Zehenquetschtest durch, um den Sedierungsgrad zu überprüfen. Stellen Sie die Tiere in Rückenlage auf die Heizplatte und befestigen Sie eine Nasenkappe mit 2 % Isofluran.Verwenden Sie ein nicht-reizendes Gleitgel, um einen neuen sterilen 20 4G pädiatrischen venösen Katheter zu benetzen. Entfernen und entsorgen Sie dann die Nadel, indem Sie den Katheterhub halten. Verwenden Sie Daumen und Zeigefinger der anderen Hand, um die Hinterbeine der Maus auseinanderzuziehen und die Harnröhrenschleimhaut freizulegen.Führen Sie den Katheter vorsichtig in die Harnröhre in einem Winkel von 45 Grad ein und ändern Sie den Winkel danach so, dass er parallel zur Arbeitsplatte verläuft, um ihn vollständig einzuführen. Heben Sie den Katheter vorsichtig an, wobei er parallel zur Arbeitsplatte bleibt, und bestätigen Sie visuell, dass er in der Harnröhre und nicht in der darunter liegenden Vagina positioniert ist. Wiederholen Sie den Vorgang mit den übrigen anästhesierten Mäusen.Danach die Isofluran-Konzentration auf 1 % reduzieren. Einen Tipp an einen P-200-Pipettierer anbringen und Urin durch Anlegen von Saugzug am äußeren Ende des Katheters aus der Blase entfernen. Den restlichen Urin aus dem Katheterhub abpipettieren, dann den Urin verwerfen und den Katheter an Ort und Stelle belassen. Vorsichtig 80 Mikroliter der warmen Trips-Lösung in den Katheterhub pipettieren, wobei Luftblasen vermieden werden sollen.Befestigen Sie eine mit Luft gefüllte Spritze mit einem Kubikzentimeter am Katheteranschluss und drücken Sie den Kolben langsam herunter, um 0,1 bis 0,2 cm³ Trypsin in die Harnblase zu befördern. Lassen Sie die Spritze und den Katheter 15 Minuten lang an Ort und Stelle.Um die Zellen für die Implantation vorzubereiten, entfernen Sie das Medium von den zuvor ausgesäten MB 49-Zellen und geben Sie 500 µL 0,25 %iges Trypsin in den Kolben. Wenn sich die Zellen gelöst haben, geben Sie fünf Milliliter vollständiges DMEM hinzu, um die Zellen erneut in Suspension zu bringen. Entnehmen Sie einen 50-µL-Aliquot zur Zellzählung und zentrifugieren Sie den Rest fünf Minuten bei 1000 U/min, während die Zellen rotieren.Verwenden Sie ein Hämocytometer, um die Zellen zu zählen, und berechnen Sie die Zellen pro Milliliter sowie das Volumen des Mediums, das benötigt wird, um das Zellpellet auf vier mal 10 hoch 6 Zellen pro Liter einzustellen. Gießen Sie das Überstandmedium von den zentrifugierten Zellen ab und resuspendieren Sie das Pellet in DMEM-Basismedium.Halten Sie die Zellen bei Raumtemperatur. Nach der 15-minütigen Trypsin-Behandlung trennen Sie die Spritze vom Katheter, wobei der Katheter an Ort und Stelle verbleibt. Entfernen Sie mit einer P-200-Pipette jegliches verbleibende Trypsin durch Absaugen aus der Harnblase und entsorgen Sie es sofort. Pipettieren Sie 50 Mikroliter der MB-49-Zellsuspension in das Verbindungsstück des Katheters.Danach die mit Luft gefüllte Spritze von 1 ml an die Hülse des Katheters anschließen und die Zellen durch langsames Herunterdrücken des Spritzenkolbens in die Harnblase einführen. 0,1 bis 0,2 ml. Die Katheter-Spritzen-Kombination an Ort und Stelle belassen.Lassen Sie die Zellen 50 Minuten lang auf der Harnblase verweilen. Ziehen Sie dann die Katheter-Spritzen-Kombination vorsichtig aus der Harnröhre heraus. Reduzieren Sie das Isofluran auf 0 % und lassen Sie die Mäuse auf der Heizplatte von der Anästhesie aufwachen.Wenn eine Maus ihren Schreibreflex wiedererlangt hat, bringen Sie sie in ihren Käfig zurück. Vorsicht: Dieses Protokoll verwendet Adenovirus, einen infektiösen Erreger, der gemäß den strikten BSL-2-Richtlinien behandelt werden muss. Alle Verfahren mit infektiösen Agentien wurden vom institutionellen Ausschuss für Biosicherheit der Medizinischen Universität von South Carolina genehmigt.Acht Tage nach der Implantation von MB 49-Zellen bei Mäusen wurde auf Hämaturie geprüft, indem einzelne Tiere über ein weißes Stück saugfähiges Papier gesetzt und leicht auf den Bauch gedrückt wurden, um Urinentropfen auf das Papier zu übertragen. Urin, der rosa bis rot gefärbt ist, weist auf Hämaturie hin und ist ein Zeichen dafür, dass sich Tumore etabliert haben. Den adenoviralen Vorrat auf Eis auftauen und sterilem, raumtemperiertem PBS verwenden, um ihn auf 10⁹ PFU pro 50 µl zu verdünnen. Nach Anästhesie und Katheterisierung der Mäuse sowie Entfernung des Urins, wie zuvor in diesem Video beschrieben, unverzüglich 50 µl der Viruslösung in das Katheterstück pipettieren, anschließend eine mit Luft gefüllte Spritze anschließen und den Kolben betätigen, um das Virus in die Harnblase zu befördern. Die Katheter-Spritzen-Kombination an Ort und Stelle belassen, damit das Virus 40 Minuten lang in der Harnblase verbleiben kann.Ziehen Sie die Katheter-Spritzen-Kombination anschließend vorsichtig aus der Harnröhre zurück und entsorgen Sie sie in eine 10 %ige Bleichmittel-Lösung, um eventuell verbliebene Viren zu inaktivieren. Lassen Sie die Maus von der Anästhesie aufwachen, bevor Sie sie in ihren Käfig zurückbringen. Kennzeichnen Sie die Käfige, um darauf hinzuweisen, dass die Mäuse mit Adenovirus instilliert wurden; das Virus wird mehrere Tage lang in das Käfigstreue ausgeschieden, und alle Käfige mit Streu müssen entsprechend behandelt und desinfiziert werden. Hämaturie tritt bei nahezu allen Mäusen innerhalb von acht Tagen nach der Implantation von 200.000 MB-49-Zellen auf, wie hier gezeigt. Das Blasengewicht mehr als verdoppelt sich von 34,7 ± 3,3 Milligramm bei nicht-tumortragenden Mäusen auf 87,5 ± 19,2 Milligramm bei Mäusen, die mit MB 49-Zellen implantiert wurden. Bezüglich der Genübertragung ergibt die Bildgebung der Mäuse 24 Stunden nach der viralen Applikation ein stärkeres Signal als nach 48 Stunden. Die adenovirale Abgabe variiert stark zwischen den Tieren, was bei der Planung der Gruppengröße für statistische Zwecke berücksichtigt werden sollte.Falls kein Bildgebungssystem für Kleintiere zur Verfügung steht, bietet sich als alternativer Ansatz zur Messung der Expression des Luciferase-Transgens die Entnahme und Homogenisierung der Harnblase zur in-vitro-Analyse an, wie hier gezeigt. Der Vergleich zwischen der in-vivo-Analyse mittels des IVUS-200-Kleintiersystems und der in-vitro-Analyse unter Verwendung des steady-glow-Kits zeigt eine hervorragende Korrelation zwischen den Datensätzen. Nach dem Ansehen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die Harnblase einer Maus katheterisiert und Tumorzellen oder therapeutische Wirkstoffe appliziert.

an-orthotopic-bladder-cancer-model-for-gene-delivery-studies

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Blasentumoren sind bei weiblichen Mäusen in eine minimal-invasive Weise durch Katheterisierung, lokale Verätzungen und späteren Haftung von Karzinomzellen, um den Brennvorgang Standorten etabliert.

Einem orthotopen Modell des Murine Blasenkrebs

Gründung einer orthotopen Tumormodell Blase zu Antitumor-Wirkung von intravesikal geliefert Sarna und Überwachung des Tumorwachstums durch Ultraschall und Biolumineszenz-Bildgebung zu beurteilen.

Einem orthotopen Blasentumor Modell und der Auswertung der intravesikalen Behandlung SÄRNA

In diesem Video beschreiben wir die orthotope Transplantation von kultivierten Blasentumor-Organoiden in die Mausblase, um die Rolle der Organumgebung bei der Entwicklung von Tumoren zu untersuchen.

Blasentumor-Organoidmodell: Eine Methode zur orthotopen Transplantation von Blasenorganoiden in die Empfänger-Mausblase

In diesem Video beschreiben wir den intravesikalen Ablauf der Abgabe von Krebszellen in die Blase eines Mausmodells. Dieses Verfahren hilft dabei, ein orthotopes Blasentumormodell zu generieren, das zur Entwicklung therapeutischer Strategien verwendet werden kann.

Modellierung eines orthotopen Blasentumors im Mausmodell: Ein Verfahren zur intravesikalen Verabreichung von Krebszellen in die Blase von Mäusen

Die etablierte Technik, um primäre invasive orthotopen Blasenkrebs Xenografts impfen erfordert Laparotomie und Mobilisierung der Blase. Dieses Verfahren verursacht eine signifikante Morbidität auf Mäuse, ist technisch anspruchsvoll und zeitaufwendig. Wir haben deshalb eine hohe Präzision, die perkutane Ansatz verwendet Ultraschallkontrolle.

Minimal Invasive Gründung von murinen orthotopen Blasen Xenografts

Dieses Protokoll beschreibt die Erzeugung von murinen orthotope Blasentumoren in weiblichen C57BL / 6J-Mäusen und für die Überwachung des Tumorwachstums.

Ein Murine Orthotopische Blasentumormodell und Tumor Detection System

Wir beschreiben eine neue Methode für die Lieferung von Plasmid DNA in die important-Zellen der Maus Blase in Vivo durch Katheterisierung der Harnröhre und Elektroporation. Freuen Sie sich auf eine schnelle und bequeme Möglichkeit zur Erzeugung von autochthonen Mausmodelle der Blase Krankheiten.

Neuartige Methode der Transport der Plasmid-DNA zu Maus Blase Urothel durch Elektroporation

Dieses Protokoll beschreibt die Erzeugung von orthotopischen Xenograft-Modellen durch intravesische Instillation hochwertiger urotheliaaler Zellkarzinomzellen oder intrarekt injizierende Darmkrebszellen in nicht-fettleibige diabetische/schwere kombinierte Immundefizienz (NOD/SCID) Mäuse für primäres Tumorwachstum und spontane Metastasen unter dem Einfluss von Lymphknoten-Stromalzellen, die das Fortschreiten menschlicher metastasierender Erkrankungen imitieren.

Patientenabgeleitete orthotopische Xenograft-Modelle für humanes Urotheliale Zellkarzinom und Kolorektalkrebs-Tumorwachstum und spontane Metastasierung

Dieses Protokoll enthält detaillierte experimentelle Schritte zur Etablierung einer dreidimensionalen In-vitro-Kultur von Blasentumororganoiden, die aus krebserregendem murinen Blasenkrebs gewonnen werden. Kulturmethoden wie Passaging, Gentechnik und orthotopische Transplantation von Tumororganoiden werden beschrieben.

Kultur, Manipulation und orthotopische Transplantation von Mausblase Tumororganoiden

Dieses Protokoll beschreibt den Prozess der Erzeugung und Charakterisierung von Urothelorganoiden der Maus, die Deletionen in interessanten Genen beherbergen. Die Methoden umfassen die Gewinnung von Maus-Urothelzellen, die Ex-vivo-Transduktion mit Adenovirus-treibender Cre-Expression mit einem CMV-Promotor sowie die In-vitro- sowie In-vivo-Charakterisierung.

Ex vivo Organoid-Modell von Adenovirus-Cre-vermittelten Gendeletionen in Urothelzellen der Maus

Erfahren Sie die Katheterisierung zur Implantation von MB49-Blasenkrebszellen in Mäusen für Gentherapie-Studien. Dieses orthotope Modell ermöglicht die Bewertung adenoviraler Genexpression mittels Luciferase-Assay.

Ein orthotopen Blasenkrebs-Modell für Gene Delivery Studies

Weitere Videos entdecken