Name: Live Cell Cycle Analysis von Drosophila Gewebe mit dem Attune Acoustic Fokussierung Cytometer und Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-05-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min
Description: Erfahren Sie die Zellanalyse lebender Drosophila-Gewebe mit dem Attune Acoustic Focusing Cytometer. Diese Methode ermöglicht die gleichzeitige Messung von Zellgröße, DNA-Gehalt und Zellzyklusphasen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir danken Aida de la Cruz für die Entwicklung und Vermittlung der Original-Protokoll, auf dem diese Version 10 basiert. Die Arbeit in der Buttitta Lab wird von NIH GM086517 unterstützt.

1. Fly Tierhaltung <ol><li> Kreuz fliegt der gewünschten Genotypen in schmalen Plastikröhrchen mit 10 ml Hefe-Glucose Medium 3 oder anderen eiweißreichen Medien Ihrer Wahl. Die umfangreichen Drosophila transgenen Tools für gewebespezifische Expression und Abstammung Tracing mit in vivo Fluoreszenz-Protein-Expression sind an anderer Stelle ausführlich beschrieben 4,5. Übertragen Eltern an die frische Fläschchen täglich Serie von 24 hr Nachkommen Sammlungen zu erhalten, oder für genauere Inszenierung, sammeln Embryonen auf Agar-Platten übertragen und frisch geschlüpfte Larve Fläschchen wie beschrieben 10. Um einheitliche Bedingungen für Experimente zu gewährleisten und vermeiden Überbelegung, sollte die Gesamtzahl der F1-Nachkommen in einem einzigen Fläschchen nicht mehr als 100 sein. Je nach dem genetischen Aufbau des Experiments halten Fläschchen in einem geeigneten Inkubator bis die gewünschte Entwicklungsstadium. </li><li> Sammle Versuchstiere: Sie reifen Larven im 3. Larvenstadium müssenLarvenstadium (L3) bei etwa 110-120 Stunden der Entwicklung für Larven Dissektionen oder weiß Vorpuppe (WPP) für eine genaue pupal Inszenierung. Dramatische Zellzyklus Änderungen, einschließlich eines Schalters zu einem nicht-proliferativen Zustand treten an verschiedenen Zeitpunkten während der Metamorphose 12,13. Daher richtige Inszenierung Puppe (innerhalb 1 Stunde der Entwicklung) ist wichtig für reproduzierbare Zellzyklus Daten während der Metamorphose. WKA entspricht 0 h nach der Bildung Puppe (0 h APF), wie in 1 gezeigt,-I. Sammeln WPP in einer 35 mm Petrischale auf einem gefalteten Kimwipe nass mit 2,5 ml Wasser, etwas Feuchtigkeit aufrechtzuerhalten. Alter Puppe, bis die gewünschte Stufe (Stunden APF) bei entsprechender Temperatur. Beachten Sie, dass das 1,2-fache schneller Entwicklung bei 29 ° C abläuft und 2,2 mal langsamer bei 18 ° C als bei der Standard-25 ° C 14. </li><li> Hitze-Schock-Tiere Hitzeschock-flipase (hs-FLP)-induzierte Rekombination zur Abstammungslinie-Tracing-Klone bei Bedarf 9,11 aktivieren. Für die Wärme-Schock der Larve, tauchenRöhrchen in ein Wasserbad (eingestellt auf 37 ° C) und ermöglicht Larven vollständig untergetaucht. Für die Wärme-Schock der Puppe, Siegel der Petrischale mit Parafilm und voll eintauchen in das Wasserbad. Achten Sie darauf, Parafilm nach der Hitze-Schock zu entfernen, um genügend Sauerstoff Austausch für das Überleben der Tiere zu ermöglichen. Dauer des Hitzeschock-je nach Leistung des flipase Transgen verwendet und die Anzahl der Klone Wunsch. Wir verwenden routinemäßig 7-8 min zur Induktion &quot;flipout&quot; Linie Tracing Klone 15 in Larven mit dem hs-FLP Transgen auf dem ersten Chromosom und 2-4 min für Hitzeschock von Puppen in 35 mm Gerichte, während der hs-FLP Transgens auf das zweite Chromosom erfordert eine 20 min. Hitzeschock ähnliche Zahlen der Klone zu erhalten. </li></ol> Die Rate der Zellteilung und der Zeitpunkt der Präparation bestimmt Klongröße in jedem Gewebe. Unter normalen Bedingungen, so finden wir, dass die Klone in der Larven-Flügel mit einem 20 min Hitzeschock (mit dem hs-FLP Transgen auf dem zweiten Chromosom) und induziert dissected 48 Stunden später, enthalten etwa 20-30 gut getrennt Klone mit Größen von 10 Zellen pro Klon zu zwei Zellen pro Klon, mit einem Durchschnitt rund vier Zellen pro Klon. Im Gegensatz dazu seziert ein 7 min Hitze-Schock mit der gleichen hs-FLP Transgen Puppen in einer Petrischale bei 0 hr APF 36 Stunden später, Renditen gut getrennt Klone (ca. 15-25) von einem bis zu vier Zellen mit einer durchschnittlichen von 2,2 Zellen pro Klon. Diese Daten können verwendet werden, um die durchschnittliche Zellverdopplungszeit für das Gewebe in Untersuchung zu bestimmen. 2. Dissection <ol><li> Sanft übertragen die Larven / Puppen auf ein Klarglas Dissektion Schale mit 1X PBS. </li><li> Mit einem Binokular und viel Licht, sanft erfassen eine Larve durch den Bauch mit einem scharfen Inox # 5 forcep, schneiden Sie die vordere Drittel mit Mikro-Schere, und invertieren die vorderen Drittel, indem Sie die Mund-Bereich nach innen in Richtung der hinteren, während die Larven Nagelhaut konstant (Abbildung 1A). Entfernen Sie vorsichtig opaque fetten Körper und der verbleibende Darm, um die Sichtbarkeit der gewünschten Geweben, wie Flügel, Augen oder Gehirn zu erhöhen. Präparieren Sie die gewünschten Gewebe; sauber entfernen Flügel von Luftröhre und Nagelhaut mit einer Pinzette, die Augen von Mund-Haken, oder das Gehirn von den Augen (1G). </li><li> Für Sezieren Puppe, verwenden Sie einen forcep sanft erfassen eine Puppe von der vorderen Spitze des pupal Fall, wo es eine Luftblase, um eine Beschädigung der Puppe innen (Abbildung 1C). Zange oder Mikro-Schere in der gegnerischen Hand kann verwendet werden, um die Position schwimmende Puppe für die richtige Greifen werden. Sauber durch die hintere Spitze der Puppe mit Mikro-Schere geschnitten. Dieser Querschnitt Schnitt sollte in einem leichten Winkel in Richtung der dorsalen Teil des Tieres getroffen werden, um den inneren Druck, ohne dass der histolyzed Fett in die gewünschten Gewebe in der Brust und den Kopf frei. Schneiden Sie vorsichtig entlang der dorsalen Median, die Vermeidung der Flügel und das vordere Auge-Gehirn-Komplex. Entfernen Sie vorsichtig die Puppe aus der PuppenFall durch das Greifen der hinteren Kante des pupal Epidermis und Herausziehen des Puppenhülle (1D). Stoßen Sie ein kleines Loch in der Kutikula anterior der Auge-Gehirn-Komplex mit einer Pinzette. Mit einem Glas Pasteurpipette mit einem Gummiball, vorsichtig waschen PBS Dissektion Lösung durch die teilweise zerlegt Puppe zu histolyzed Fett und alle verbleibenden Darmgewebe zu entfernen. Diese auch wirksam zur Schmierung der Glaspipette mit Lipiden und Proteinen, die das Auftreten von Gewebe seziert reduziert Kleben an der Einrichtung der Glaspipette später. </li><li> Um pupal Flügel erhalten, Kuvertierung die Kutikula der Flügel und die Flügel selbst muss aus der Puppe (1E) aufgebrochen werden. Dies kann durch Halten der Puppe, die von der Kopf mit einer Zange, während mit einem anderen forcep entweder greifen die meisten hinteren Spitze des Flügels Kutikula und Herausziehen oder Rangieren des forcep unter dem Flügel der Nähe des Scharniers vor verdrängen es von der Seite erfolgen die Karkasse (Fild 1E). Die Flügel können dann geschnitten oder gerissen am Scharnier, um es von dem Körper zu entfernen und in einem Stapel von den Tierkörpern und anderen Materialien. </li><li> Um pupal Augen oder Gehirn zu erhalten, waschen Sie die Puppe bis zum Auge-Gehirn-Komplex verdrängt wird und frei von der Puppe (1F, 1H). Mit einer Zange, ziehen Sie den pupal Auge vom Gehirn und speichern Sie das gewünschte Gewebe. </li><li> Nicht länger als 45 Minuten, um jede Probe sezieren, wie Ergebnisse wird weniger genau, je länger die Zellen in PBS nach dem Öffnen die Tiere verlassen. </li></ol> 3. Gewebedissoziation und DNA-Färbung <ol><li> Mit einem geschmierten Pasteur Pipette vorsichtig seziert die Gewebe in 0,5 ml der Live-DNA Stain-Lösung in einem 5 ml Polystyrol Rohr (1G). Transfer so wenig wie möglich PBS (weniger als 300 ul) in die DNA Stain Solution wird als Verdünnung von Trypsin hemmen Gewebedissoziation. </li><li> Die Röhrchen mit shaking bei 23 ° C bei 500 rpm (wir verwenden einen Eppendorf Thermomixer). </li><li> Inkubieren für 70 min, dann vortexen für 5 sec bei einer mittleren Geschwindigkeit (Einstellung 5). Übermäßige Verwirbelung bewirkt Zellaufschluss und Form Schutt, während unter-Vortex zu Zellklumpen führen wird. Bringen Sie die Proben Schütteln bei 23 ° C bei 500 rpm für weitere 15 bis 20 Minuten vor dem Vortexen sie noch einmal für 5 Sekunden bei einer Geschwindigkeit 5. </li><li> Für Gehirn und Augen pupal älter als 36hAPF wird ein modifiziertes Protokoll erforderlich. Dissociate Gewebe in DNA Stain-Lösung bei 23 ° C bei 500 rpm für 45-60 min in 1,7 ml Reaktionsgefäße. Dann one-by-one manuell distanzieren große Teile des Gewebes durch die Übertragung zu sezieren Gericht zusammen mit etwa 50 ul DNA Stain Solution und schnellen Auf-und Abpipettieren mit einer manuell gezeichnet Pasteurpipette 16 (von etwa 100-150 um Öffnung). Übertragen Sie jede dissoziierten Probe mit dem Rest der 0,5 ml DNA Stain-Lösung in ein 5-ml-Tube. Inkubieren eine zusätzliche 45-30 Min (bis zu 90 min der gesamten Inkubationszeit) bei 23 ° C unter Schütteln bei 500 rpm bis Klumpen sind nicht mehr sichtbar. </li><li> Völlig losgelöst Proben sollten nur sehr wenige große Brocken von Gewebe sichtbar, obwohl beachten Sie, dass die acellular transparent pupal Flügel Nagelhaut nicht distanzieren wird. </li></ol> 4. Durchflusszytometrie <ol><li> Schalten Sie den Attune cytometer und öffnen Sie die Attune Software. Die cytometer Laser sollte über das Start-Menü eingeschaltet werden, und eine tägliche Performance-Test sollte mit Performance-Tracking Beads mit ausreichender Partituren vor jedem Tag der Datenerfassung durchgeführt werden. Flüssigkeitsstände sollte mindestens halb voll und Abfall vor dem Leistungstest entleert. Details zum Start, die ordnungsgemäße Kalibrierung und Betrieb des Attune können im Attune Handbuch (gefunden werden <a href="http://tools.invitrogen.com/content/sfs/manuals/cms_082577.pdf" target="_blank">http://tools.invitrogen.com/content/sfs/manuals/cms_082577.pdf</a> ) </li><li> Entwerfen Sie ein neues template indem 4 Dot-Plots und 2 Histogramme in einem leeren Arbeitsbereich mit den angegebenen Parametern in 4.3, oder wählen Sie eine bereits gestaltete Vorlage für das Experiment geeigneten und geben die Anzahl der Proben gesammelt werden. Wir haben Attune Vorlagen (Dateien in. Bekommen Format) für Live-Drosophila Zellzyklusanalyse versehen mit Vybrant DyeCycle Violet und GFP oder RFP Expression in Anhang I. </li><li> Die Vorlagen bereitgestellt werden, umfassen vier Punktplots und zwei Histogramme mit den Parametern in Abbildung 2 angegeben. Kanäle zur Erfassung gehören: FSC und SSC - Vorwärtsstreulicht und Seitwärtsstreuung anzeigt Zellgröße und Membran Komplexität VL1 Höhe (H), Breite (B) und die Fläche (A) - was Violet Laser-Anregung von DyeCycle Violet Färbung der DNA, und BL1 -A - Blau Laser Kanal 1 Area, der angibt, GFP-Fluoreszenz. Die mitgelieferte Schablone für RFP-Analyse ist identisch mit der Vorlage für die GFP-Analyse, außer dass es die Blaue Laser Kanal 3 (BL3-A), die Optimierung ist verwendetzed für RFP-Erkennung. </li><li> Die Dot-Plots in den Templates haben Tore zu Analyse, um den gewünschten Populationen zu beschränken und Schutt und Zellklumpen aus der Analyse (Abbildung 2) zu begrenzen. Gate 1 schließt Schmutz und Klumpen auf SSC gegen FSC (2A) basiert. Gate 2 schließt ungefärbte Zellen, sub G1 apoptotischen Zellen und Zellklumpen nach der Identifizierung von Singuletts (VL1Area vs VL1Width) (2B) basiert. Gate 3 ist eine abgeleitete Tor, umfassend Zellen innerhalb Toren 1 und 2, und identifiziert GFP (oder RFP) negative Zellen gegen DNA-Gehalt auf VL1Height (Abbildung 2C) basiert. Gate 4 ist eine abgeleitete Tor, umfassend Zellen innerhalb Toren 1 und 2, und identifiziert GFP (oder RFP) positive Zellen gegen DNA-Gehalt (Abbildung 2C). Dot Plots der Größe der einzelnen Zellen durch GFP (oder RFP) vs forward scatter (FSC) gemessen werden verwendet, um Tore 5 und 6 (2D) zu erzeugen. Die beiden Histogramme Grundstück DNA-Gehalt auf der X-Achse und Zellzahl auf dem Y-axis für die Bevölkerung durch Tor 3 und Tor 4 definiert. (2E und 2F) Histogramme können auch für Zellgröße einbezogen werden, wenn gewünscht wird (nicht dargestellt). Für Zellgröße Histogramme sollte Populationen Gatter 5 und 6 eingestellt werden, Plotten FSC auf der X-Achse und setzt auf die y-Achse. </li><li> Set Aufnahme bei 10.000 GFP oder RFP positive Ereignisse (dies wird Gate 4, das abgeleitete Gate of Gate 1, Tor 2 und der GFP oder RFP positive Gate sein) zu stoppen. Messbereiche von 6.000 - 10.000 GFP positive Ereignisse haben traditionell das Ziel für die Veröffentlichung Qualitätsprofile 9,11. Wir schlagen vor, mit einem Minimum von 15 Flügel oder Augen, dass ca. 50% GFP positiv sind, um eine ausreichende Gate 4 Veranstaltungen 10 für hochwertige Profile erhalten. Allerdings haben wir erfolgreich klare Daten nur für vorläufige Zellzyklusanalyse aus nur 6 Flügel (3A) erhalten. Stellen Sie die Lautstärke für Erwerb 300 ul, wird dies etwa 460 ul der insgesamt 0,5 ml Probe zu verwenden. Tabelle 2 zeigt die entsprechenden Schwellen-und Spannungs-Einstellungen in der Vorlage für das Beispiel in Abbildung 2 vorgesehen. </li><li> Führen Proben bei Standard-Empfindlichkeit oder hohe Empfindlichkeit 100 ul / min und aufzeichnen. Wir finden wenig bis gar keinen Unterschied in unsere Analyse mit den verschiedenen Empfindlichkeitsstufen. Durch die akustische Fokussierung der Zellen, kann dies cytometer genau messen Proben bei sehr hohen Strömungsgeschwindigkeiten. Im Gegensatz zu herkömmlichen Zytometern, finden wir keinen Kompromiss Daten durch den Erwerb einer Geschwindigkeit von bis zu 1.500 Ereignisse pro Sekunde. Die aufgezeichneten Daten Dateien von der Software generiert Attune sind. FCS-Format, das kompatibel mit den meisten Zellzyklus-Modellierungs-Software ist. </li></ol> 5. Data Analysis <ol><li> Histogramme von Zellgröße und DNA-Gehalt für GFP (oder RFP) positive und negative Population verglichen werden kann. Sie können manuell durch Kopieren und Einfügen mit Hilfe von Adobe Photoshop-Software geschichtet werden. Wenn die y-Achse auf automatisch gesetzt ist, wird der Y-Achse mit der h skalierenighest Zählung für jede Probe. Überlagern von zwei Graphen mit der Y-Achse eingestellt, um autoscale erzeugt eine Überlagerung der Histogramme mit den Achsen für das globale Maximum für jede Population eingestellt. Dies ermöglicht eine einfache visuelle Vergleich der relativen Veränderungen in Zellzyklus Ausstieg, auch wenn insgesamt Zellzahlen von GFP positiven und negativen GFP Populationen nicht gleichwertig sind (Beispiel in Abbildung 3B). Alternativ kann eine individuelle y-Achse (y-Achse manuell Option) auf einen festen Wert für den Histogrammen eingestellt werden. In diesem Fall werden die relativen Zellzahlen zwei Populationen verglichen werden können. Da die Attune verwendet ein definiertes Volumen der Probe pro Lauf, absolute Quantifizierung von Zellen für jeden Lauf, in jedem Tor mit Prozentsätzen der gesamten Bevölkerung, aus der Statistik-Tabelle automatisch generiert während der Fahrt in den Arbeitsbereich (zB in 3F erhalten ). Dot Plots und Histogramme können auch einfach in der Software Attune geschichtet werden, durch einfaches Drag &amp; Drop verschiedene Proben von the Probe Datei-Menü auf der rechten Seite auf den gewünschten Graphen einer offenen Probe zum Vergleich. Doch um Subpopulationen aus einer einzigen Probe (dh GFP positiven und negativen GFP innerhalb der gleichen Probe) überlagern, verwenden wir Photoshop. </li><li> Zwei Methoden können zur relativen Prozentsätze der verschiedenen Phasen des Zellzyklus für eine Bevölkerung zu finden. Die Annäherung Verfahren beruht auf Benutzer definierte Bereiche, Grenzen der G1, S, G2 und&gt; G2 Gipfel abzugrenzen. Dieses Verfahren ermöglicht eine schnelle und einfache Schätzungen der Werte innerhalb der benutzerdefinierten Regionen (3E). Wir setzen unseren Regionen basierend auf einer direkten Test mit Drosophila Kc Zellen, zum S-Phase markiert mit Ethynyl-desoxyuridin (EdU) Einarbeitung. Das zweite Verfahren verwendet Dritten Modellierungs-Software für die Abschätzung der Zellzyklus-Verteilung. Wir verwendeten ModFitLT (Verity Software House)-Software zum Beispiel in 3F. </li></ol>

<ol><li>Nunez, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+measurement+and+cell+cycle+analysis+by+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Issues+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">DNA measurement and cell cycle analysis by flow cytometry.</a> Curr. Issues Mol. Biol. 3, 67-70 (2001).</li>
<li>Rabinovitch, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+content+histogram+and+cell-cycle+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">DNA content histogram and cell-cycle analysis.</a> Methods Cell Biol. 41, 263-296 (1994).</li>
<li>Ashburner, M., Roote, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Culture+of+Drosophila%3A+the+laboratory+setup%5BTitle%5D)+AND+%22CSH+Protoc%22%5BJournal%5D)">Culture of Drosophila: the laboratory setup.</a> CSH Protoc. , pdb ip34(2007).</li>
<li>del Valle Rodriguez, A., Didiano, D., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Power+tools+for+gene+expression+and+clonal+analysis+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Power tools for gene expression and clonal analysis in Drosophila.</a> Nat. Methods. 9, 47-55 (2012).</li>
<li>Duffy, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GAL4+system+in+Drosophila%3A+a+fly+geneticist%27s+Swiss+army+knife%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist's Swiss army knife.</a> Genesis. 34, 1-15 (2002).</li>
<li>McGuire, S. E., Mao, Z., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+gene+expression+targeting+with+the+TARGET+and+gene-switch+systems+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+STKE%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal gene expression targeting with the TARGET and gene-switch systems in Drosophila.</a> Sci STKE. 2004, pl6(2004).</li>
<li>Calvi, B. R., Lilly, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+BrdU+labeling+and+nuclear+flow+sorting+of+the+Drosophila+ovary%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Fluorescent BrdU labeling and nuclear flow sorting of the Drosophila ovary.</a> Methods Mol. Biol. 247, 203-213 (2004).</li>
<li>Bjorklund, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+pathways+regulating+cell+size+and+cell-cycle+progression+by+RNAi%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Identification of pathways regulating cell size and cell-cycle progression by RNAi.</a> Nature. 439, 1009-1013 (2006).</li>
<li>Neufeld, T. P., de la Cruz, A. F., Johnston, L. A., Edgar, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordination+of+growth+and+cell+division+in+the+Drosophila+wing%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Coordination of growth and cell division in the Drosophila wing.</a> Cell. 93, 1183-1193 (1998).</li>
<li>de la Cruz, A. F., Edgar, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometric+analysis+of+Drosophila+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Flow cytometric analysis of Drosophila cells.</a> Methods Mol. Biol. 420, 373-389 (2008).</li>
<li>Reis, T., Edgar, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Negative+regulation+of+dE2F1+by+cyclin-dependent+kinases+controls+cell+cycle+timing%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Negative regulation of dE2F1 by cyclin-dependent kinases controls cell cycle timing.</a> Cell. 117, 253-264 (2004).</li>
<li>Milan, M., Campuzano, S., Garcia-Bellido, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+cycling+and+patterned+cell+proliferation+in+the+Drosophila+wing+during+metamorphosis%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">Cell cycling and patterned cell proliferation in the Drosophila wing during metamorphosis.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 93, 11687-11692 (1996).</li>
<li>Schubiger, M., Palka, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changing+spatial+patterns+of+DNA+replication+in+the+developing+wing+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Changing spatial patterns of DNA replication in the developing wing of Drosophila.</a> Dev. Biol. 123, 145-153 (1987).</li>
<li>Ashburner, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAshburner%2C+M+%22Drosophila%3B+A+laboratory+handbook%22">Drosophila; A laboratory handbook</a>. , Cold Spring Harbor Press. (1989).</li>
<li>Theodosiou, N. A., Xu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+FLP%2FFRT+system+to+study+Drosophila+development%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Use of FLP/FRT system to study Drosophila development.</a> Methods. 14, 355-365 (1998).</li>
<li>On-line Protocols of Protistology Workshop 2005 at The Marine Biological Laboratory [Internet]. , Woods Hole, M.A. Available from: 
 <a target="_blank" href="http://starcentral.mbl.edu/eutree_workshop/protistiary/protocols/protocols_pipette.htm">http://starcentral.mbl.edu/eutree_workshop/protistiary/protocols/protocols_pipette.htm</a> (2005).</li>
<li>Freeman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reiterative+use+of+the+EGF+receptor+triggers+differentiation+of+all+cell+types+in+the+Drosophila+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Reiterative use of the EGF receptor triggers differentiation of all cell types in the Drosophila eye.</a> Cell. 87, 651-660 (1996).</li>
<li>Su, T. T., Sprenger, F., DiGregorio, P. J., Campbell, S. D., O'Farrell, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((P.H+Exit+from+mitosis+in+Drosophila+syncytial+embryos+requires+proteolysis+and+cyclin+degradation%2C+and+is+associated+with+localized+dephosphorylation%5BTitle%5D)+AND+%22Genes.+Dev%22%5BJournal%5D)">P.H Exit from mitosis in Drosophila syncytial embryos requires proteolysis and cyclin degradation, and is associated with localized dephosphorylation.</a> Genes. Dev. 12, 1495-1503 (1998).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Das hier beschriebene Protokoll erlaubt die Analyse von Zellzyklus, bezogen Zellgröße und relative Zellzahl in Live Drosophila Gewebe bei verschiedenen Entwicklungsstadien. Wenn bei dieser Analyse Zelltyp-spezifische fluoreszierende Protein-Expression oder Linie Tracing gekoppelt ist, können detaillierte Informationen über die zellulären Reaktionen auf diskrete Zellzyklus oder Störungen Wachstum erhalten werden. Als proof of principle, gestört wir Ruhe im Puppenstadium fly Gehirn durch Expression G1-S Zellzyklu...

Durchflusszytometrie können für Messungen der Lebensfähigkeit der Zellen, bezogen Zellgröße, DNA-Gehalt und fluoreszierende Protein-Expression in lebenden Zellpopulationen verwendet werden. Durch die Replikation von Kern-DNA während der S-Phase, über DNA-Gehalt in einer Population von Zellen, die den relativen Prozentsätze der verschiedenen Phasen des Zellzyklus 1-3 abzuleiten. Diese Methode hat sich zu einem Eckpfeiler der Zellzyklus-Analyse in Modellsystemen von Hefe bis zu den Säugetieren. Die Fruchtfliege Drosophila melanogaster hat sich ein hervorragendes Modell für genetische Analysen in vivo Regulation des Zellzyklus. Die umfangreiche genetische Werkzeuge zur Verfügung, in den Fliegen ermöglichen elegant gewebespezifische und zeitlich geregelt Manipulationen Zellzyklusregulatoren zusammen mit in vivo Fluoreszenz-Protein-basierten Linie Tracing 4-6. Durchflusszytometrie wurde verwendet, um DNA-Gehalt in einer Reihe von Drosophila Zelltypen zu untersuchen, einschließlich endoreplicating Zellen und kultivierten Mitosezellen 7,8. Ein wichtiger Fortschritt in vivo Zellzyklusstudien wurde von de la Cruz und Edgar, mit der Entwicklung eines Protokolls für die durchflusszytometrische Analyse lebender diploiden Drosophila Imaginalscheiben 9,10, ein Protokoll, das verwendet wurde, und von vielen Labors geeignet. Diese Technik, wenn sie mit in vivo genetische Abstammung gekoppelt Tracing über induzierbare fluoreszierende Protein Expression und Gewebe spezifische Etikettierung, ermöglicht es, Informationen über Genmanipulation Auswirkungen auf die allgemeine Zellverdopplungszeit, Zellgröße zu erhalten und präzises Timing von Zellzyklus-Phasen bestimmen in vivo 9 , 11. Allerdings ist diese Methode bisher auf die Verwendung der Zellen durchlässig Hoechst 33342 DNA-interkalierenden Farbstoffs zu färben und zu quantifizieren, DNA in lebenden Zellen, die begrenzt Benutzer Zytometer mit einem UV-Laser, der Anregung der Hoechst Farbstoff fließen gestützt hat. Diese werden in der Regel nur in Sorter (dh BD FACS Vanta gefundenge, BD FACSAria) oder teure multicolor benchtop Systemen (zB BD LSR), in der Regel erfordern die Unterstützung durch institutionelle Flow Core Facilities. Wir haben die Hoechst-basiertes Protokoll modifiziert, um eine neue Live-Zell-DNA-Farbstoff von Invitrogen, Vybrant DyeCycle Violet verwenden. Dieser Farbstoff ist kompatibel mit einem violetten 405 nm Laser, häufiger in kleineren Tisch-Analysatoren und in der kleinen Selbstversorger-Tisch-Analysator, der Attune Acoustic Fokussierung Cytometer. Hier präsentieren wir Ihnen eine detaillierte Protokoll für Zellzyklus-Analyse, mit Zelltyp Zellgröße, Zahl und Abstammung Analyse in einer Vielzahl von Geweben Drosophila während der verschiedenen Phasen der Entwicklung mit DyeCycle Violet und die Attune gekoppelt werden kann. Dieses Protokoll erweitert die Anzahl der Zytometern geeignet für eine solche Analyse mit Drosophila Gewebe und gibt Beispiele, wie diese Art von Live-Zellzyklus-Analyse kann für weitere Gewebetypen und Entwicklungsstadien geändert werden.

<table><tbody><tr><td>12x75 mm Polystyrol Reagenzglas mit rundem Boden </td><td>5 ml BD Falcon</td><td>352058</td><td>5 ml Röhrchen</td></tr><tr><td>Attune Acoustic Focusing Cytometer</td><td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td><td>4445315</td><td>Blue / Violet Konfiguration</td></tr><tr><td>Attune Cytometer Software (Version 1.2.5)</td><td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td><td>Free</td><td>PC</td></tr><tr><td>Attune Performance Tracking Beads (5 x 106 Kügelchen/ ml) </td><td>Life Technologies/ Applied Biosystems</td><td>4449754</td><td>Für den täglichen Leistungstest</td></tr><tr><td>Dumont #5 Inox-Pinzette </td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Embryoschalen 30 mm x 12 mm </td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>70543-30</td><td>Sezierschalen aus Glas </td></tr><tr><td>Eppendorf Thermomixer</td><td>Eppendorf</td><td>022670051</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA-Lösung (10x)</td><td>Sigma</td><td>T4174</td><td></td></tr><tr><td>Vannas-T&#252; bingen Federschere </td><td>Fine Science Tools</td><td>15003-08</td><td>Gerade 5mm Schneide </td></tr><tr><td>Vybrant DyeCycle Violet Stain</td><td>Life Technologies/ Invitrogen</td><td>V35003<</td><td></td></tr><tr>td colspan="4">Tabelle 1. Erforderliche Reagenzien und Instrumente.</td></tr><tr><td colspan="4">Lebende DNA-Färbelösung (10 ml): 1 ml 10X Ca2+ Mg2+ freies PBS (pH7,2) 9 ml 10X Trypsin-EDTA (Sigma) 5 &mu; l Invitrogen Vybrant DyeCycle Violet (beachten Sie, dass dies das 0,25-fache der empfohlenen Konzentration für Säugetierzellen ist. Wir stellen fest, dass höhere Konzentrationen für DrosophilaZellen giftig sind.) 10X Ca2+ Mg2+ freies PBS (pH7,2): 1,37M NaCl, 27 mM KCl, 100mM Na2HPO4 (dibasisch), 20mM KH2PO4 (monobasisch) angepasst an den pH-Wert 7.2 </td></tr><tr><td colspan="4"><table border="1"> <tbody> <tr> <td> </td> <td>FSC</td> <td>SSC</td> <td>><BL1</td> <td>VL1</td> </tr> <tr> <td>Schwellenwert (x1000)</td> <td>100</td> <td>10</td> <td>10</td> <td>10</td> <> <tr> <td>Spannung (mV)</td> <td>2950</td> <td>4250</td> <td>1800</ td> <td>1150</td> </tr> </tbody> </table> Tabelle 2. Schwellenwert- und Spannungseinstellung für die Analyse in Abbildung 2.</td></tr></tbody></table>

live cell cycle analysis von<em&gt; drosophila</em&gt; gewebe mit dem attune acoustic fokussierung cytometer und vybrant dyecycle violet dna stain

Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

Durchflusszytometrie wurde in großem Umfang verwendet, um Informationen über DNA-Gehalt in einer Population von Zellen zu erhalten, um die relative Prozentsätze in den verschiedenen Phasen des Zellzyklus zu schließen. Diese Technik wurde erfolgreich in den mitotischen Gewebe des Modellorganismus Drosophila melanogaster für genetische Studien von Zellzyklus-Regulation in vivo erweitert. Wenn mit Zelltyp-spezifische fluoreszierende Protein Expression und genetische Manipulationen gekoppelt, kann man detaillierte Informationen über Auswirkungen auf die Zellzahl, Zellgröße und Zellzyklus Phasing in vivo. Doch diese lebenden Zellen-Methode wurde für die Verwendung der Zellen durchlässig Hoechst 33342 DNA-interkalierenden Farbstoffes verlassen, Begrenzen Benutzer Durchflusszytometer mit einem UV-Laser ausgestattet. Wir haben dieses Protokoll geändert werden, um eine neuere lebenden Zellen DNA-Farbstoff, Vybrant DyeCycle Violet, kompatibel mit den häufigeren violett 405nm Laser verwenden. Die hier vorgestellte Protokoll ermöglicht eine effiziente Zellzyklusanalyse mit Zelle gekoppeltTyps, der relativen Zellgröße und Zellzahl Informationen in einer Vielzahl von Drosophila Gewebe. Dieses Protokoll verlängert die Nutzungsdauer Zellzyklusanalyse Technik für Live Drosophila Gewebe auf einen kleinen Tisch-Analysator, der Attune akustischen Fokussiervorrichtung Zytometer, die ausgeführt werden und kann auf einem einzelnen-Labormaßstab gehalten werden.

Abbildung 2 zeigt repräsentative Ergebnisse für ein Larven Flügel Probe, die GFP in der hinteren Hälfte des Gewebes mit dem mitgelieferten GFP-Vorlage. Ähnliche Ergebnisse werden mit der gleichen Gewebetyp und Expressionsmuster für RFP RFP mit dem mitgelieferten Schablone (3A) erhalten. Die zur Verfügung gestellten Vorlagen und Spannungen (Tabelle 2) sind geeignet für die Analyse von Larven Augen (3B), Gehirn und Flügel, sowie Puppen Augen, Gehirn (3D) ...

Ein Protokoll für die Zellzyklus-Analyse lebender<em&gt; Drosophila</em&gt; Gewebe mit dem Attune Acoustic Fokussierung Cytometer beschrieben. Dieses Protokoll liefert gleichzeitig Informationen über die relative Größe der Zellen, Zellzahl, DNA-Gehalt und Zelltyp über Linie Tracing oder gewebespezifische Expression von fluoreszierenden Proteinen<em&gt; In vivo</em&gt;.

Live Cell Cycle Analysis von<em&gt; Drosophila</em&gt; Gewebe mit dem Attune Acoustic Fokussierung Cytometer und Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

Flow cytometry has  been widely used to obtain information about DNA content in a population of  cells, to infer relative percentages in different cell ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, die relative Zellzyklusphase und die Zellgröße von Geweben mit genetisch manipulierten und mit GFP oder RFP markierten Zellpopulationen in Drosophila zu messen. Zuerst werden genetische Kreuzungen eingerichtet, um Nachkommen zu erzeugen, die Zellen enthalten, die mit den gewünschten fluoreszierenden Proteinen markiert sind, und mit den gewünschten genetischen Manipulationen in einem bestimmten Gewebe oder einer bestimmten Zellpopulation. Isolieren Sie das gewünschte Gewebe sauber aus den Nachkommen des richtigen Entwicklungsstadiums, dissoziieren Sie das Gewebe dann zu einer Einzelzellsuspension und färben Sie es mit einem lebensfähigen DNA-Farbstoff, um den DNA-Gehalt zu messen.Analysieren Sie die gefärbten dissoziierten Proben mittels Durchflusszytometrie. Letztendlich messen die in vivo-Ergebnisse Veränderungen der Zellgröße und der Zellzyklusphase, die durch die untersuchten genetischen Manipulationen verursacht werden. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber der bestehenden Methode der Durchflusszytometrie an lebenden Drosophila-Geweben unter Verwendung von ultravioletten Farbstoffen besteht darin, dass der violette Farbstoff des Färbezyklus mit kostengünstigeren Tischzytometern kompatibel ist, die einen violetten 4 0 5-Laser enthalten, der mit einem kleinen Budget erworben und in einem einzigen Labormaßstab gewartet werden kann.Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen im Bereich des Zellzyklus zu beantworten, indem sie Informationen über die Zellzyklusphase und die Zellgröße liefert, die detaillierter sind als nur die Messung der Gesamtgewebegröße und der Proliferationsrate. Das Verfahren wird von Kagel und Dan Sun, Doktoranden aus meinem Labor, und Olga Guko vorgeführt. Unser Techniker: Sammeln Sie reife Larven am dritten Larvenstadium Instar, etwa 110 bis 120 Stunden nach der Eiablage, für die Larvendissektionen.Eine genaue Pupilleninszenierung ist für Studien während der Metamorphose für diese Ernte unerlässlich weiße Vorpuppe zu Beginn der Metamorphose Falls erforderlich, mesa versiegelte Petrischale von Puppen oder ein Fläschchen mit Larven in einem 37 Grad Celsius Wasserbad Um die Hitze zu aktivieren. Chuck Flip Base für die Abstammungsverfolgung von Klonen. Nachdem Sie die Petrischale geöffnet haben, legen Sie sie in einen Inkubator, um sie bis zum gewünschten Entwicklungsstadium für die Pupillendissektion zu altern.Fassen Sie eine Puppe vorsichtig an der vorderen Spitze des Pupillengehäuses, wo sich eine Luftblase befindet, um eine Beschädigung der Puppe zu vermeiden, und positionieren Sie die schwimmende Puppe für den richtigen Griff. Schneiden Sie dann mit einer Mikroschere sauber durch die hintere Spitze der Puppe in einem leichten Winkel zum dorsalen Teil des Tieres, um den Innendruck abzulassen, ohne das Fett in das gewünschte Gewebe im Thorax zu zwingen, und schneiden Sie den Kopf vorsichtig entlang des dorsalen Medians ab, um eine Beschädigung der Flügel und des vorderen Auges zu vermeiden. Entfernen Sie dann die Pupille aus dem Pupillengehäuse, indem Sie den hinteren Rand der Pupillenepidermis mit einer Pinzette fassen und aus dem Pupillengehäuse herausziehen.Übertragen Sie die präparierte Puppe in eine saubere Sezierschale. Stechen Sie mit einer Pinzette ein kleines Loch in die Nagelhaut vor dem Auge-Hirn-Komplex. Verwenden Sie eine Glaspasti-Pipette mit einem Gummikolben.Waschen Sie die PBS-Präparierlösung vorsichtig durch die teilweise präparierte Puppe, um das verbleibende Fett und Darmgewebe zu entfernen. Um die Pupillenflügel zu erhalten, halten Sie die Puppe mit einer Pinzette und einer zweiten Pinzette am Kopf fest. Fassen Sie die hinterste Spitze der Flügelkutikula an, ziehen Sie sie von der Seite des Schlachtkörpers und lösen Sie sie.Schneiden oder ziehen Sie dann den Flügel am Scharnier ab, um ihn vom Körper zu entfernen, und legen Sie ihn auf einen Haufen, weg von den Kadavern und anderem Material, um die Pupille, die Augen oder das Gehirn zu erhalten. Waschen Sie die Puppe, bis sich der Augen-Hirn-Komplex gelöst hat und sich von der Puppe befreit hat. Ziehen Sie das Pupillenauge mit einer Pinzette vorsichtig vom Gehirn weg und bewahren Sie das gewünschte Gewebe auf. Übertragen Sie das präparierte Gewebe vorsichtig mit einer geschmierten Pipette.Inkubieren Sie die Röhrchen unter Schütteln bei 23 Grad Celsius bei 500 U/min für 70 Minuten. Anschließend fünf Sekunden lang bei mittlerer Geschwindigkeit sanft vortexen und die Proben für weitere 15 bis 20 Minuten in den Schüttler zurückführen. Der Vortex probt erneut fünf Sekunden lang bei mittlerer Geschwindigkeit für Gehirn und Pupillenaugen.Älter als 36 Stunden. Ein PF dissoziiert Gewebe in DNA-Färbelösung bei 23 Grad Celsius bei 500 U/min für 45 bis 60 Minuten. Dann werden große Gewebestücke nacheinander manuell dissoziiert, indem sie zusammen mit etwa 50 Mikrolitern DNA-Färbelösung in eine Präparierschale gegeben werden.Pipettieren Sie schnell auf und ab mit einer manuell an Ihrer Pipette vorbeigezogenen Pipette mit einer Öffnung von etwa 100 bis 150 Mikrometern. Bündeln Sie die dissoziierten Proben in einem Fünf-Milliliter-Röhrchen. Inkubieren Sie weitere 30 Minuten bei 23 Grad Celsius und schütteln Sie bei 500 U/min.Überprüfen Sie visuell, ob die Proben vollständig dissoziiert sind. Beachten Sie, dass die azelluläre transparente Pupillenflügelkutikula nicht assoziiert wird. Beginnen Sie die Faxanalyse, indem Sie die Probe auf das Zytometer laden.Wählen Sie dann Kanäle aus, um Vorwärtsstreuung und Seitenstreuung zu erkennen, die die Zellgröße und Membrankomplexität anzeigen. Um die violette Färbung der DNA im D-Zyklus nachzuweisen, müssen Sie VL eine Höhe, Breite und Fläche von der violetten Laseranregung messen. Wählen Sie auch den blauen Laserkanal einen Bereich aus, um die GFP-Fluoreszenz zu messen.Für die RFP-Analyse verwenden wir den blauen Laserkanal drei. Dieser Kanal auf der Einstimmung ist für die RFP-Erkennung optimiert. Legen Sie die Gates fest, um die Analyse auf die ausgewählte Population zu beschränken und Trümmer zu begrenzen und Klumpen aus der Analyse zu verkaufen, die Stop-Plots mit Gate eins generiert, Debris und Klumpen in der Plot von SSC im Vergleich zu FSC im Plot von VL eine Fläche gegenüber VL eins mit GA zwei verwenden, um ungefärbte Zellen sub G eins apoptotische Zellen und Zellklumpen basierend auf der Identifizierung von Singuletts auszuschließen.GA drei umfasst Zellen innerhalb der Gates eins und zwei, die im Diagramm der Fluoreszenz gegenüber dem DNA-Gehalt basierend auf VE L eine Höhe GFP-negativ sind. Der nächste Gang vier umfasst Zellen innerhalb der Gates eins und zwei, die im Diagramm der Fluoreszenz gegenüber dem DNA-Gehalt GFP-positiv sind. Man kann auch die Gates fünf und sechs aus Punktdiagrammen der Zellengröße erzeugen, die durch GFP im Vergleich zur Vorwärtsstreuung gemessen wird.Um die Phaseneinteilung des Zellzyklus zu untersuchen, verwenden Sie die beiden Histogramme, die den DNA-Gehalt auf der x-Achse und die Zellzahl auf den Y-ais für die Populationen darstellen, die durch Gatter drei und vier definiert sind. Für die Zellengröße legen Histogramme die Populationen auf die Gates fünf und sechs fest und plotten FSC auf der x-Achse und counts auf der Y-Achse, wenn Stichproben ausgeführt werden, und legen die Aufzeichnung so fest, dass sie bei 10.000 stoppt. GFP-positive Ereignisse setzten auch das Akquisitionsvolumen auf 300 Mikroliter.Die entsprechenden Schwellenwert- und Spannungseinstellungen sind in den bereitgestellten Vorlagen enthalten. Führen Sie die Proben mit Standard- oder Hochempfindlichkeit von 100 Mikrolitern pro Minute durch und zeichnen Sie sie auf. Die von der Attune-Software erzeugten aufgezeichneten Datendateien liegen im FCS-Format vor, das mit den meisten Zellzyklus-Modellierungsprogrammen kompatibel ist.Dieser repräsentative Arbeitsbereich mit vier Punktdiagrammen und zwei Histogrammen zeigt eine Larvenflügelprobe, die GFP und Cyclin D im hinteren Flügel exprimiert, angetrieben von einem Grailed Gal 4-Transgen. Das erste Punktdiagramm der Zellgröße mit Gang eins schließt Ablagerungen und Klumpen aus. Das zweite Punktdiagramm unterscheidet Einzelzellen mit Gang zwei, um ungefärbte Zellen mit einem Sub-G-1D-NA-Gehalt auszuschließen, und Klumpen im Diagramm des GFP- gegenüber dem DNA-Gehalt.Die negativen und positiven GFP-Zellen können unterschieden werden, und der Gehalt von zwei N und vier NDNA ist anhand der Position entlang der x-Achse erkennbar. Dieses Diagramm der Zellgröße, gemessen durch GFP im Vergleich zur Vorwärtsstreuung, wird verwendet, um die Gates fünf und sechs zu generieren. Die daraus resultierenden Analysen führen zu Histogrammen des DNA-Gehalts im Vergleich zu den Zählungen für die GFP- oder RFP-negative Population sowie für GFP- oder RFP-positive Zellen.Verwenden der bereitgestellten RFP-Vorlage. Ähnliche Ergebnisse werden mit dem gleichen Gewebetyp und Expressionsmuster erzielt. Für RFP eignen sich die bereitgestellten Vorlagen und Spannungen für die Analyse von Larvenaugen, Gehirnen und Flügeln sowie von Pupillenaugen, Gehirnen und Flügeln.In der abgestimmten Software. Die Verwendung der Autoscale-Funktion für die Histogramme des Zellzyklus oder der Zellgröße ermöglicht die Bestimmung des globalen Maximums für jede Population. Diese Zellzyklusprofile repräsentieren GFP-positive und -negative Zellen in Larvenaugen, die GFP im hinteren Bereich exprimieren.Unter Verwendung der GMR GAL vier U-A-S-G-F-P Transgene zeigt das Overlay die Unterschiede in der Zellzyklusphasen der posterioren GFP-exprimierenden Zellen. Die relative Änderung der Zellgröße zwischen GFP-positiven und -negativen Zellen kann ebenfalls dargestellt werden. Dieses Zellzyklusprofil wurde aus Pupillengehirnen bei 46 Stunden A PF abgeleitet. Bei den GFP-positiven Zellen handelt es sich um Klone, die die Abstammungslinie verfolgen, die den G one S Regulator, Cyclin D und E two F exprimieren, die die Ruhe stören und zum Eintritt in die S-Phase führen.Dies steht im Gegensatz zu den nicht exprimierenden GFP-negativen Zellen, die in diesem Stadium normalerweise arretiert werden. In G one generiert die Attune-Software benutzerdefinierte Bereiche in den Histogrammen, die G eins s und G zwei Phasen abgrenzen. Eine Statistiktabelle für jeden Durchlauf bestimmt die absolute Anzahl der Zellen innerhalb der benutzerdefinierten Bereiche und Prozentsätze.Alternativ kann Modellierungssoftware wie mod fit verwendet werden, um Prozentsätze in jeder Phase sowie apoptotische Zellen zu schätzen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie mehrere Gewebe aus Drosophila für die Zellzyklusanalyse isolieren und markieren können.

live-cell-cycle-analysis-drosophila-tissues-using-attune-acoustic

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Die Bestimmung der Zellzyklus-Position eine Population von Zellen, oder zu verstehen, wie Signale Verbreitung beeinflussen, kann leicht durch Durchflusszytometrie mit diesem Protokoll gemessen werden. Wir berichten über einen einfachen experimentellen Ansatz zur Färbung von Zellen und die Quantifizierung ihrer Position in den Zellzyklus.

Analyse des Zellzyklus Position in Säugerzellen

Das Kinetochor ist, wo der SAC initiiert sein Signal Überwachung der mitotischen Segregation der Schwesterchromatiden. Es wird eine Methode beschrieben, um die Rekrutierung und den Umsatz von einer der Kinetochorproteine ​​und ihre Abstimmung mit dem Chromosom Bewegung visualisieren,...

Studieren mitotischen Checkpoint durch Veranschaulichung Dynamische Kinetochor Protein Verhalten und Chromosome Motion in Lebens-<em&gt; Drosophila</em&gt; Syncytial Embryonen

Dieses Papier zeigt die Verwendung eines schnellen konfokalen Mikroskop, um Bildzelle Verhalten direkt durch die Puppenhülle. Nach dem Verlassen der Puppenhülle intakt ist, erlaubt dieses Verfahren die Beobachtung und Messung von dynamischen Zellprozesse im Stadium der Drosophila-Entwicklung, die schwer direkt zu studieren.

Imaging Durch die Puppenhülle von<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Immunfärbung ist eine effektive Technik zur Visualisierung spezifischer Zelltypen und Proteine innerhalb von Geweben. Durch die Verwendung von Ultraschall verringert das hier beschriebene Protokoll die Notwendigkeit, Drosophila melanogaster-Gewebe von Embryonen und Larven im Spätstadium vor der Immunfärbung zu präparieren. Wir bieten eine effiziente Methodik für die Immunfärbung von Formaldehyd-fixierten Whole-Mount-Larven.

Beschallung-erleichtert Immunfluoreszenzfärbungen der Late-Stage embryonalen und Larven<em&gt; Drosophila</em&gt; Gewebe<em&gt; In-situ</em

Dieses Protokoll Details eine optimierte Methode verwendet, um Live-Cell-Imaging im Rahmen eines intakten Larven Gehirn durchzuführen. Live-Cell-Imaging Ansätze sind von unschätzbarem Wert für die Erforschung der neuronalen Stamm asymmetrische Zellteilungen sowie andere neurogene und Entwicklungsprozesse konsequent aufzudecken Mechanismen, die bisher übersehen wurden.

Live-Imaging von<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven Neuroblasten

Zellteilungen können in Echtzeit mit fluoreszierend markierten Proteinen und Zeitraffermikroskopie visualisiert werden. Mithilfe des hier vorgestellten Protokolls können Benutzer die Timing-Dynamik der Zellteilung, die mitotische Spindelbaugruppe sowie den Chromosomenkongress und die Segregation analysieren. Defekte in diesen Ereignissen nach RNA-Interferenz (RNAi)-vermitteltem Genknockdown können bewertet und quantifiziert werden.

Einsatz von Drosophila S2-Zellen für Live Imaging of Cell Division

Dieses Protokoll ist für die Bildgebung und Analyse der Dynamik der Zellorientierung und des Gewebewachstums in der Drosophila-Bauchepithelie konzipiert, während die Fruchtfliege einer Metamorphose unterzogen wird. Die hier beschriebene Methodik kann auf die Untersuchung verschiedener Entwicklungsstadien, Gewebe und subzellulärer Strukturen in Drosophila oder anderen Modellorganismen angewendet werden.

Bildgebung und Analyse der Gewebeorientierung und Wachstumsdynamik in der Entwicklung drosophila Epithelia während der Pupal-Stadien

Das Ziel dieses Protokolls ist es, die Zellteilung im intakten Gewebe durch lebende und feste Zellmikroskopie mit Drosophila meiotischen Spermatozyten zu analysieren. Das Protokoll zeigt, wie ganze, intakte Hoden von Drosophila-Larven und frühen Pupas isoliert und wie man sie für die Mikroskopie verarbeitet und montiert.

Vorbereitung von Drosophila Larval und Pupal Hoden für die Analyse der Zellteilung in Leben, intaktes Gewebe

Hier wird ein Protokoll zur Mikroinjektion und gleichzeitigen Abbildung mehrerer Drosophila-Embryonen während der embryonalen Entwicklung mit einem plattenbasierten, hochinhaltigen Imager vorgestellt.

Drosophila Embryo Vorbereitung und Mikroinjektion für die Live-Zellmikroskopie mit einem automatisierten High Content Analyzer durchgeführt

Die Zellzyklusanalyse mit 5-Ethynyl-2'-desoxyuridin (EdU) und Phospho-Histon H3 (pH3) Markierung ist ein mehrstufiges Verfahren, das eine umfangreiche Optimierung erfordern kann. Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll vor, das alle Schritte für dieses Verfahren einschließlich Bildanalyse und Quantifizierung beschreibt, um Zellen in verschiedenen Zellzyklusphasen zu unterscheiden.

5-Ethynyl-2'-Desoxyuridin/Phospho-Histon H3 Dual-Labeling Protocol for Cell Cycle Progression Analysis in Drosophila Neural Stem Cells

Erfahren Sie die Zellanalyse lebender Drosophila-Gewebe mit dem Attune Acoustic Focusing Cytometer. Diese Methode ermöglicht die gleichzeitige Messung von Zellgröße, DNA-Gehalt und Zellzyklusphasen.

Live Cell Cycle Analysis von Drosophila Gewebe mit dem Attune Acoustic Fokussierung Cytometer und Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain (Video) | JoVE Journal

Live Cell Cycle Analysis von

Weitere Videos entdecken