Name: Eine einfache Methode der Maus Lung Intubation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 6 s
Description: Lernen Sie eine einfache Methode zur Intubation von Mäusen für pulmonale Funktionsmessungen und Flüssigkeitsinstallation. Diese Technik nutzt eine kostengünstige Faseroptik zur direkten Trachea-Beleuchtung und ermöglicht die Wiederherstellung der Tiere für spätere Studien.

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Ein. Vorbereitung für die Vorgehensweise Man muss zuerst erhalten und bereiten die folgenden Elemente: <ol><li> Die Kanüle. Für Intubation von 20-35 g Mäusen, verwenden wir eine 1 oder 1,5 Zoll lang, 20 Gauge IV-Katheter (BD Insylte, Sparks, MD oder Jelco Optiva, Carlsbad, CA). Ein neuer steriler Katheter kann für jede Maus verwendet werden, aber Kathetern können auch nach der Sterilisation durch Einweichen in 70% Ethanol über Nacht wiederverwendet werden. Obwohl weder der Rachen noch Trachea der Maus ist steril richtigen Sauberkeit Verfahren, einschließlich der Verwendung von sterilen Handschuhen und Instrumente angewendet werden sollten. </li><li> Die faseroptische Kabel. Wir verwenden ≈ 70 cm von 0,5 mm optische Kabel von Edmund Optics, aber die Länge ist nicht kritisch. Es ist wichtig, sicherzustellen, dass die Faser ihrem Rand geglättet, da nach dem Schneiden des Kabels zu Länge mit einer Rasierklinge, die Kante nach links relativ scharfe, und es nimmt nicht viel Aufwand zu durchstechen die Trachealwand. Allerdings ist es is sehr leicht, diese Kante, indem die Faser etwa 2 cm vom Ende und dann machen kleine Kreise für ein paar Sekunden mit den Kanten der Spitze berühren ein Stück 1.000 Schmirgelpapier (siehe Demonstration in der Video-und der Abbildung 1 zu glätten MacDonald, et al. 10). Das andere Ende ist durch einen Gummistopfen gesteckt. Dies geschieht am einfachsten, indem erste Schiebeglied eine 18-Gauge-Nadel durch den Stopfen, Einführen des Lichtwellenleiters durch die Nadelbohrung, dann Zurückziehen der Nadel erfolgt. Der Gummistopfen mit einer 150 Watt Halogen-Lichtquelle angeschlossen ist (zB NCL-150, Volpi USA, oder jede andere Lichtquelle oder sogar weniger als 150 Watt). Es ist darauf zu achten, um einen Stopfen aus Silikongummi (oder anderen hitzebeständigen Material) zu verwenden, da gewöhnlichen Gummi oder Kork kann verbrennen, wenn sich so nahe an der heißen Lichtquelle. </li></ol> 2. Durchführung der Intubation <ol><li> Siehe Abbildungen 1 und 2. Legen Glasfaserkabel turch ein kurzes Stück aus Silikon-Kautschuk-Schlauch (≈ 0,8 mm ID x 4 mm OD, Cole-Palmer, EW-96410-13). Tie dieses Gummischlauch ziemlich eng, solange noch die Glasfaserkabel angepasst werden. Einsetzen der Silikonschlauch gut in der Luer Ende der Kanüle fixiert das Glasfaserkabel Position in der Kanüle. Passen Sie die Position des Fiberkabels so dass es sich durch die Kanüle ≈ 4 mm vor der Kanülenspitze. </li><li> Platzieren Sie die anästhesierten Maus auf einem vertikalen Träger, der mit seinem oberen Schneidezähne (Abbildung 3) suspendiert. Die meisten Ermittler finden Sie die besten Visualisierung mit der Bauchseite der Maus vor sich. Sehr vorsichtig die Zunge heraus und halten Sie mit Daumen und Zeigefinger. Der Mittelfinger ist zwischen dem Hals und Kunststoffträger platziert. Traction auf der Zunge mit dem Daumen und Zeigefinger wird verwendet, um den Mund zu öffnen, und die Intubation Weg begradigen, wird der Winkel des Kopfes mit dem Mittelfinger hinter dem Hals eingestelltin 3 gezeigt. </li><li> Mit dem LWL-Kabel als Lichtquelle und Einführhilfe, schieben Sie es durch die visualisierte Stimmbänder. Wenn die Kabel nicht sichtbar sind, sanft schwerer ziehen auf der Zunge mit dem Mittelfinger als Unterstützung. Nach dem Einlegen voran die Kanüle ≈ 5 mm weiter. Dann sehr vorsichtig nicht zu bewegen die Kanüle zurückziehen Glasfaserkabel. Liegen die Maus nach unten und sichern Sie die Kanüle mit einem Stück Klebeband und unterstützen die Kanülenansatz auf ein Stück Knetmasse (Modelliermasse), wie in Abbildung 4 dargestellt. </li><li> Das Verfahren in Schritt 3 nicht leicht gelehrt oder sogar nachgewiesen werden, da es ein Solobetrieb ist. Doch durch subtile Anpassungen der Traktion auf der Zunge und der Unterstützung hinter dem Kopf fast alle, die versuchen, diese bald den richtigen Weg finden, um die Maus zu positionieren, um die Stimmbänder zu visualisieren. </li></ol>

<ol><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li>
<li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science+%2F+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li>
<li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation%3A+description%2C+evaluation+and+comparison+with+transillumination%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).</li>
<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).</li>
<li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab Animal. 35, 39-42 (2006).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Review+for+Medical+and+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).</li>
<li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).</li>
<li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+Laryngoscopy+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science+%2F+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li>
<li>Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+system+mechanics+in+mice+measured+by+end-inflation+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion.</a> Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).</li>
<li>MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+Mechanics+in+Heterozygous+CF+Mice+after+Repeated+LPS+Dosing%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Crit.+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930(2007).</li>
</ol>

Keiner der Autoren keine Interessenkonflikte offenlegen.

Das hier beschriebene Verfahren hat mehrere Vorteile. Zunächst wird die Vorrichtung ist einfach und relativ kostengünstig .. Die Herstellung des Gerätes erfordert keine speziellen Werkzeuge oder teure Ausrüstung. Die Verwendung eines Katheters führt, daß auch die Lichtquelle bedeutet, daß man nie verliert der Trachealöffnung als die Einführeinrichtung die Trachealöffnung nähert. Die Verwendung eines 0,5 mm Einführungsvorrichtung dient auch dazu, Trauma, das mit einem anfänglichen Einsetzen eines größeren Kanüle auftrete...

In 1999 veröffentlichte Brown et al. Ein Papier beschreibt eine Methode zur Intubation der Mauslunge 1. Eine solche Technik hat erhebliche Utility dabei wiederholen Lungenfunktion oder Bronchalveolarlavages in einzelnen Mäusen in Längsschnittstudien 2. Seit diesem ursprünglichen Papier, gab es mehrere andere Papiere, die verschiedene Ansätze beschrieben haben, um mit der Maus Intubation 3-9. Während all dieser Verfahren erfolgreich verwendet werden kann, sie in der Regel nur mit erheblichem Ausbildung oder einsehbar. Eines der Hauptprobleme bei solchen Intubation ist, dass die Intubationskanüle Ansätze nähert sich die Luftröhre anstehenden Insertion, sperrt die Kanüle selbst das Licht und damit die Visualisierung von wo es gehen muss. Somit wird das Einführen blinden am meisten kritischen Zeitpunkt. In diesem Papier zeigen wir, wie einfach und kostengünstig zu beseitigen diese Visualisierung Problem, wodurch eine erfolgreiche Intubation mit relativ wenig Training oderErfahrung.

<table border="1"><tbody><tr><td> Material </td><td> Firma </td><td> Katalog # </td><td> Kommentar </td></tr><tr><td> Intubationskanüle </td><td> BD Insylte, Sparks, MD oder Jelco Optiva, Carlsbad, CA </td><td></td><td> 1-in.-länge, 20-Gauge intravenöse (IV)-Katheter </td></tr><tr><td> LWL- </td><td> Edmund Optics, Barrington, NJ </td><td> # NT02-542 </td><td> Etwa 2-ft Länge von 0,5-mm-Glasfaser (Communication hochwertigem Kunststoff-Faser). Der Rand des Faserendes, die in die Luftröhre eingeführt wird, sollte vorsichtig, indem die Faser ≈ 2 cm vom Ende und dann machen kleine Kreise, während Sie den Tipp für ein paar Sekunden auf 1.000-grit emory Papier abgerundet werden. </td></tr><tr><td> Light Source </td><td> Volpi </td><td> NCL-150 </td><td> Obwohl wir einen 150-W-Halogen-Lichtquelle, einer äquivalenten Lichtquelle, selbst mit sehr viel geringeren Wattzahlkönnen verwendet werden. </td></tr><tr><td> Silikon Gummistopfen </td><td></td><td></td><td> A # 1 Silikonkautschuk Stopfen passt der Lichtquelle in dieser Demonstration verwendet. Verschiedene Lichtquellen können eine unterschiedliche Größe. </td></tr><tr><td> Kleine Silikonkautschuk Rohr </td><td> Cole-Palmer </td><td> EW-96.410-13 </td><td> A ≈ 1,5 cm großes Stück aus Silikonkautschuk Rohrleitung (Innendurchmesser 0,8, 4 mm Außendurchmesser) </td></tr><tr><td> Angled Ständer </td><td></td><td></td><td> Ours ist aus Plexiglas constucted, sondern jedes Material, an dem ein Faden oder Draht kann angebracht, um die Maus an einer nahezu senkrechten Winkel zu halten werden können verwendet werden. </td></tr></tbody></table>

eine einfache methode der maus lung intubation

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

Ein einfaches Verfahren, um Mäuse für Lungenfunktion Messungen intubieren hätte mehrere Vorteile in Längsschnittstudien mit einer begrenzten oder teure Tier. Einer der Gründe, dass dies nicht geschieht routinemäßig mehr ist, dass es relativ schwierig ist, obwohl es mehrere veröffentlichte Studien, die Wege dies zu erreichen beschreiben. In diesem Papier zeigen wir ein Verfahren, das eine der größten Hürden mit dieser Intubation assoziiert, dass der Visualisierung die Luftröhre während der gesamten Zeit der Intubation beseitigt. Der Ansatz nutzt eine 0,5 mm LWL-Lichtquelle, die als Einführer die Intubation Kanüle in die Luftröhre Maus lenken dient. Wir zeigen, dass es möglich ist, dieses Verfahren zu verwenden, um Lungenmechanik in einzelnen Mäusen über einen Zeitverlauf von mindestens mehreren Wochen zu messen. Die Technik kann mit relativ geringem Aufwand und Erfahrung eingestellt werden, und es kann routinemäßig mit relativ wenig Ausbildung erreicht werden. Dies sollte makê es jedem Labor routinemäßig Durchführung dieses Intubation, wodurch Längsschnittstudien in einzelnen Mäusen, wodurch eine Minimierung der Anzahl von Mäusen benötigt und Erhöhen der statistische unter Verwendung jeder Maus als seine eigene Kontrolle.

Als Bewertung des Verfahrens verwendeten wir vier 20 Wochen alte männliche BALB / c-Mäuse mit einem durchschnittlichen Gewicht (± SEM) von 27,7 ± 0,40 g auf. Sie wurden auf fünf aufeinanderfolgende Wochen untersucht, wobei die Lungenwiderstand wurde unter Verwendung eines Systems, wie zuvor beschrieben 11. Jede Maus wurde mit Ketamin (100 ug / g BW) und Xylazin (15 ug / g BW) in Kochsalzlösung über IP-Injektion. Sie wurden dann intubiert wie oben beschrieben. Wenn es irgendeinen Zweifel, ob die Kanüle in der ...

Dieses Papier beschreibt eine striaghforward und effiziente Methode zur Intubation Mäusen Lungenfunktion Messungen oder pulmonale Instillation, dass die Mäuse sich zu erholen und zu späteren Zeitpunkten untersucht werden können. Das Verfahren beinhaltet eine kostengünstige LWL-Lichtquelle, die direkt beleuchtet die Luftröhre.

Eine einfache Methode der Maus Lung Intubation

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Das allgemeine Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine Maus zu intubieren, um entweder eine maschinelle Beatmung oder die Applikation von Flüssigkeiten zu ermöglichen. Dies wird erreicht, indem zunächst die Kanüle und die Lichtquelle zusammengestellt werden. Der zweite Schritt besteht darin, die Maus senkrecht an den oberen Schneidezähnen aufzuhängen.Nachdem Kopf und Körper so positioniert wurden, dass ein gerader Weg für die Intubation gegeben ist, wird der optische Faser-Introduzierer mit Kanüle durch die Stimmbänder eingeführt. Schließlich wird die optische Faser entfernt und die Maus mit der platzierten Kanüle in Rückenlage gebracht, um Beatmung oder Applikation durchzuführen. Okay, heute werden wir eine einfache Methode zur Intubation der Mauslunge demonstrieren.Die Visualisierung ist wichtig, da die Positionierung der Maus oft ein kritischer Schritt beim Einführen der Kanüle ist, und daher ist etwas Übung erforderlich. Jeder sollte in der Lage sein, dies nach kurzer Zeit zuverlässig und wiederholt durchzuführen. Die heutige Demonstration des Verfahrens übernimmt Dr. Sandy Doss, wissenschaftliche Mitarbeiterin in der Abteilung für Pulmologie und der medizinischen Fakultät. Der erste Schritt besteht in der Vorbereitung.Bereiten Sie die Kanüle für erwachsene Mäuse vor, indem Sie einen 2,5 bis 3,8 cm langen IV-Katheter mit 20 Gauge verwenden. Bereiten Sie anschließend das Glasfaserkabel vor, indem Sie ein Stück optisches Kabel der Länge 0,5 Millimeter abschneiden, um die Kante zu glätten. Halten Sie nach dem Abschneiden die Faser am Ende fest und führen Sie kleine Kreise aus, sodass die Spitzen ein Stück Schleifpapier mit 1000er Körnung berühren.Das andere Ende wird in einen Silikonkautschukstopfen eingeführt, der auf die Öffnung der Lichtquelle abgestimmt ist. Zuerst wird eine 18-Gauge-Nadel hindurchgestoßen. Anschließend wird die optische Faser durch die Nadelbohrung eingeführt und die Nadel danach herausgezogen.Der Gummistopfen wird anschließend mit einer 150-Watt-Halogenlichtquelle verbunden. Danach wird das Glasfaserkabel durch ein kurzes Stück Silikongummischlauch geführt. Befestigen Sie den Schlauch an seiner Position, wobei das Glasfaserkabel weiterhin justierbar bleiben muss.Setzen Sie das Silikonrohr fest in das Köderende der Kanüle ein. Justieren Sie die Position des Lichtleitkabels so, dass es durch die Kanüle hindurchreicht und etwa vier Millimeter vor der Spitze herausragt. Sobald alles vorbereitet ist, platzieren Sie eine anästhesierte Maus an einer vertikalen Halterung, indem Sie das Tier vorsichtig an seinen oberen Schneidezähnen aufhängen.Wenn die Lage sicher ist, ziehen Sie die Zunge sehr vorsichtig heraus und halten Sie sie mit Daumen und Zeigefinger fest. Legen Sie den Mittelfinger zwischen den Hals und die Kunststoffauflage und führen Sie einen leichten Zug an der Zunge mit dem Zeigefinger aus. Mit Daumen und Zeigefinger wird der Mund geöffnet und der Intubationsweg geradegerückt.Der Kopfwinkel wird mit dem mittleren Finger hinter dem Nacken wie hier gezeigt justiert. Danach werden die Stimmbänder sichtbar gemacht. Falls die Bänder nicht sichtbar sind, wird vorsichtig stärker an der Zunge gezogen, wobei der mittlere Finger als Stütze dient.Nach der Sichtbarenführung dient das Glasfaserkabel sowohl als Lichtquelle als auch als Einführhilfe und wird durch die Stimmbänder geschoben. Ein Hinweis darauf, dass die Kanüle in der Luftröhre sitzt, ist, dass die Maus beim ersten Einführen der Kanüle keuchen kann. Nach der Platzierung wird die Kanüle etwa fünf Millimeter weiter vorgeschoben; anschließend ist darauf zu achten, die Kanüle nicht mehr zu bewegen, während das Glasfaserkabel zurückgezogen wird. Danach wird die Maus hingelegt, die Kanüle mit einem Stück Klebeband fixiert und der Kanülenhub auf einem Stück Modellierknete abgestützt.Ein im Gefrierschrank aufbewahrter kleiner Zahnspiegel kann verwendet werden, um zu überprüfen, ob die Kanüle in der Luftröhre und nicht in der Speiseröhre sitzt. Halten Sie den Spiegel vor das Luer-Stutzen des Katheters. Befindet sich der Katheter in der korrekten Position, bildet sich auf dem Spiegel Kondenswasser durch die ausgeatmete Luft. Wenn der Intubationsvorgang ausschließlich zur Aerosolapplikation von Substanzen in die Lunge durchgeführt wird, kann dies erfolgen, während die Maus in Rückenlage liegt. In dieser Position werden jedoch flüssige Applikationen effizienter durchgeführt, während die Maus weiterhin in vertikaler Position hängt, gefolgt von der unmittelbaren Entfernung der Kanüle zur Messung der Lungenfunktion. Die intubierte, anästhesierte Maus wird anschließend wie hier gezeigt an ein mechanisches Beatmungsgerät angeschlossen.Die Einstellungen des Beatmungsgeräts sollten vor Beginn der Intubation vorgenommen werden, um Verzögerungen bei der Beatmung zu vermeiden. Für diese intubierte Maus wird eine Aufzeichnung des Beatmungsdrucks und des Beatmungsvolumens gezeigt. Wir bewerteten die Fähigkeit der Methode, über einen Zeitraum von fünf Wochen reproduzierbare Messungen des Atemwegswiderstands zu erhalten.Die Daten in diesem Diagramm zeigen, dass sich wiederholte Messungen nicht auswirken, da der Basiswiderstand relativ konstant bleibt. Bei jeder der vier Mäuse, die in wöchentlichen Abständen untersucht wurden, bewerteten wir die Dichtheit der Abdichtung zwischen Trachea und Intubationskanüle, indem wir Luftbolusinjektionen in die Lunge vornehmen, nachdem die Maus getötet worden war. Obwohl nach der Belastung und Erholung durch Stressrelaxation möglicherweise ein sehr langsamer Leckverlust auftreten kann, erscheinen die Drucklecks als minimal.Während des Durchführens dieses Verfahrens ist besondere Vorsicht beim Entfernen der Maus vom Halteständer geboten, da die Kanüle leicht versehentlich herausgezogen werden kann.

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