Imaging von biologischem Gewebe durch Desorption Elektrospray-Ionisation-Massenspektrometrie

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments ist es, die räumliche Verteilung von Chemikalien in einem biologischen Gewebe mit Hilfe einer Massenspektrometrie zu kartieren. Dies wird erreicht, indem das pneumatisch unterstützte Spray von DESI verwendet wird, um die im Gewebe vorhandenen Moleküle zu disor und zu ionisieren. In einem zweiten Schritt wird die DESI-Ionenquelle kontrolliert über den Probenbereich abgetastet.

Als nächstes wird die spektrale Masseninformation mit der räumlichen Bewegung des Probentisches korreliert, um die Intensität des Ions als Funktion der X- und Y-Position darzustellen. Letztendlich entsteht ein chemisches Bild. Die Ergebnisse zeigen, dass es unterschiedliche Verteilungen von Lipiden in umhüllten Hirngeweben zwischen der grauen und der weißen Substanz gibt, basierend auf den massenspektrometrischen Bildern ausgewählter Lipidionen.

Diese Methode kann jedoch Einblicke in die chemischen Verteilungen in biologischen Geweben geben. Es kann auch für eine Vielzahl anderer Systeme verwendet werden, darunter Dünnschichtchromatographieplatten, mineralische Oberflächenreaktionen und Meeresalgen. Bevor Sie mit diesem Verfahren beginnen, montieren Sie das Gewebe auf einem Objektträger unter Verwendung des ACEDONITE-Versuchs mit 1 % Essigsäure, während das DESI-Lösungsmittel die Spritzenpumpe mit einer Durchflussrate von fünf Mikrolitern pro Minute einschaltet.

Sobald das Lösungsmittel aus der DESI-Quellenspitze tropft, schalten Sie das Stickstoffvernebelungsgas mit einem Druck von 160 PS ein. Dann schalte ich das an die Ionenquelle angeschlossene Hochspannungsnetzteil ein und lege 3.600 Volt für eine optimale Übertragung der Ionen an. Stellen Sie die Tischhöhe so ein, dass die Kapillare der MS-Schnittstelle über der Probenoberfläche schwebt. Die Kapillare sollte weniger als einen Millimeter von der Oberfläche entfernt sein und einen Sammelwinkel von etwa 15 Grad haben.

Nachdem der Objektträger auf dem Bewegungstisch montiert wurde, positionieren Sie die Spitze drei Millimeter von der Probenoberfläche und fünf Millimeter vom MS-Kapillareinlass entfernt, wobei die Sonde in einem Winkel von 55 Grad zur Probenoberfläche positioniert ist. Richten Sie als Nächstes die DESI-Sonde in der X-Dimension in Bezug auf den MS-Kapillareinlass so aus, dass sie direkt in einer Linie liegen. Verwendung des zusätzlichen Gewebeabschnitts.

Stellen Sie den Y-Abstand zwischen der Quellspitze und dem Kapillareinlass auf etwa vier Millimeter und den Z-Abstand zwischen der Spitze und der Probenoberfläche auf etwa 1,5 Millimeter ein. Passen Sie anschließend den Abstand an, den die innere Kapillare von der äußeren Kapillare der Quelle extrudiert, um maximale Empfindlichkeit und minimale Schlagpunktgröße zu erzielen. Die Blendung des Lichts im Raum auf dem Objektträger kann genutzt werden, um den Aufprallpunkt besser zu sehen und so die Empfindlichkeit während des Ionisationsprozesses zu verbessern.

Erhitzen Sie die Transferkapillare mit einer Seilheizung oder einem Heizblock auf 100 Grad Celsius. Die Lab View VI-Steuerungssoftware für die gewünschten Bildgebungsbedingungen basierend auf der Größe der DESI-Einschlagsfahne und der optimalen Empfindlichkeit. Verwenden Sie eine Scan-Geschwindigkeit von 160 Mikrometern pro Sekunde und richten Sie den Abstand zwischen den Reihen von 200 Mikrometern aus.

Geben Sie den Verzeichnispfad und den Dateinamen für die Position und die Zeitdateien an, die während der Bilder in der Lab-Ansicht vi aufgezeichnet werden sollen. In Vorbereitung auf die massenspektrale Datenerfassung berechnet die Software automatisch die Gesamtzeit, die für die Bildaufnahme benötigt wird, die Gesamtzeit in Minuten, bevor die Datenerfassung gestartet wird. Positionieren Sie anschließend den Sprühaufprallpunkt oben links im abzubildenden Bereich.

Starten Sie die Erfassung der MS-Daten und der Bühnenbewegung gleichzeitig. Nach Abschluss der Datenerfassung stellen Sie das Massenspektrometer wieder in den Standby-Modus, schalten Sie die Hochspannung der DESI-Quelle aus, schalten Sie das Stickstoffgas und die Spritzenpumpe mit dem Datenmanager im Massenzentrum aus. Konvertieren Sie die erfassten Daten in TED-Daten und exportieren Sie sie anschließend im CDF-Format.

Laden Sie abschließend die CDF-Massenspektraldaten und die beiden Textdateien für Position und Zeit auf die Omnis SPECT-Website hoch oder verwenden Sie die Biokarte, um die in Firefly verarbeiteten Daten zu visualisieren. Hier ist ein repräsentatives Spektrum dargestellt, das im positiven Modus aus einem unbehandelten Rattenhirnschnitt gewonnen wurde. Im positiven Modus wird das Massenspektrum von Phosphatidylcholin dominiert, da sie hohe Eisen- und Ionisationseffizienzen aufweisen, die auf die positiv geladene quartäre Ammoniumgruppe zurückzuführen sind.

Darüber hinaus zeigt das Gesamtionenbild des Gewebeschnitts ein reichlich vorhandenes Signal über den gesamten Hirnschnitt. Die räumliche Verteilung von Beispiellipiden zeigt, wie die relative Häufigkeit verschiedener Phosphatidylcholin-Spezies zwischen der grauen und der weißen Substanz des Gehirns variiert. Zum Beispiel zeigt die Spezies Kalium Phosphatidylcholin 34 zu eins mit einem Massenladungsverhältnis von 7 98 0,5364 eine erhöhte Intensität in der Kleinhirnrinde oder der grauen Substanz.

Im Gegensatz dazu zeigt die Spezies Kalium Phosphatidylcholin 36 zu eins mit einem Masto-Ladungsverhältnis von 8 26 0,5558 eine erhöhte Intensität im Kleinhirnstiel oder in der weißen Substanz. Das Kompositbild, das für die beiden Ionen erhalten wurde, unterstreicht den Kontrast in der Lipidverteilung über den Gewebeschnitt. Bei der Durchführung dieser Art von Experimenten ist es wichtig, den DSI-Quellprobentisch und die Einlassgeometrie sorgfältig zu optimieren.

Diese Variablen sind entscheidend für ein erfolgreiches DSI-Imaging.