Name: Mit Mikrofluidik-Chips für Live-Imaging-und Studienverletzungs Antworten in Drosophila Larven (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 46 s
Description: Lernen Sie eine nicht-invasive Immobilisierungsmethode für Drosophila-Larven mittels modifiziertem Mikrofluidik-Chip zur Live-Imaging-Analyse neuronaler Strukturen und axonalem Transport.

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Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation (Grant-Nummer 0842701 IOS-CAC) und das National Institute of Health (R00MH080599 BY, R21 NS062313 NC und NS069844 CAC) unterstützt. Wir möchten James Schutt, Emily Han, und Leni Truong für den technischen Support zu bestätigen, und die Bloomington Stock Center für Fluglinien. Alle wurden die Chips in der Nanofabrikation Lurie Einrichtung an der Universität von Michigan hergestellt.

1. Machen die PDMS-Chip Um ein PDMS-Chip von der SU-8-Form zu machen, folgen Sie den Schritten von 1,1 bis 1,7. Wenn ein Chip ist auf-Hand, muss aber für den Einsatz zusammengebaut, mit Schritt 1.8. <ol><li> Mischen Sie 45 g PDMS-Basis und 4,5 g Härter (10:1 Verhältnis) von einem PDMS-Kit in einem kleinen Einweg-Kunststoff-Behälter und mischen Sie sie gründlich mit einem Kunststoff-Rührstab. </li><li> Platzieren des Behälters in einem Vakuumbehälter (z. B. einem Exsikkator) für 10 Minuten, um alle Luftblasen zu entfernen. </li><li> Legen Sie die SU-8-Form an der Unterseite von einem Durchmesser von 150 mm Kunststoffschale und füllen langsam die PDMS-Mischung auf die Form. Achten Sie darauf, um Blasen zu erzeugen, während Gießen der PDMS. </li><li> Cure die PDMS in einem Ofen (oder Inkubator) bei 650 ° C für 4 Stunden. </li><li> Entfernen Sie die ausgehärtete PDMS/SU-8 Form aus dem Ofen und lassen Sie es für ein paar Minuten abkühlen. </li><li> Mit einer Rasierklinge, schneiden Sie die ausgehärteten PDMS entlang dem Rand der SU-8-Form und trennen es von SU-8-Form. </li><li> Teilen Sie die PDMS-PlattePDMS in einzelne Chips unter Verwendung einer Rasierklinge. </li><li> Mit einer 21 G Nadel Abgabe, stoßen ein Loch in der Vakuumanschluss (in 1A dargestellt) der PDMS-Chip. </li><li> Nehmen Sie eine 23 G Dispensnadel und drehen Sie die Nadelspitze von der Basis ein paar Mal zu brechen die Nadelspitze von der Lock-Ansatz. </li><li> Legen Sie die 23 G Nadelspitze in einem kleinen Stück Polyethylenschlauch, so dass der Schlauch bedeckt mindestens einen Millimeter von der Nadel. Dann nutzen einer Rasierklinge, um die überschüssige Schlauch von der Nadel weg geschnitten. Dies erzeugt einen Kunststoffring, um ein Ende der Nadel, die eine Dichtung geschaffen werden, wenn in der Vakuumeinlaßöffnung eingeführt wird. </li><li> Zur Verwendung mit einem Umkehrmikroskop (Fig. 1B und 2A-B): Legen Sie die 23 G Nadelspitze in die Öffnung des Vakuumanschlusses. Für die Verwendung mit einem aufrechten Mikroskop (1C und 2C-D): Sack ein zweites Loch auf der Seite des PDMS-Chip mit einer 21 G dispensing Nadel, wird diese Öffnung einen Zugang zu der ersten Bohrung von der Seite. Dann legen Sie die 23 G Nadelspitze mit Schlauch-Ring in den Seitenloch. Legen Sie ein Stück doppelseitiges Klebeband über der Spitze des PDMS-Chip, um das obere Loch (Abbildung 1C) zu versiegeln. </li><li> Nehmen ein Stück Polyethylenschlauch, der etwa 20 cm lang ist. Verbinden einer Seite der Rohrleitung auf der Nadelspitze, die in der Vakuumöffnung eingesetzt ist. </li><li> Die andere Seite der Rohrleitung zu einem der Häfen von einem 3-Wege-Ventil (siehe &#39;3-Wege-Hahn &quot;in der Liste der Materialien) </li><li> Bringen Sie einen 20-ml-Spritze in einen der beiden verbleibenden Ports. Der letzte Port ist für die Umwelt. </li></ol> 2. Mit der Larve Chip für Live-Imaging <ol><li> Reinigen Sie die PDMS-Chip mit transparentem Klebeband. Bringen Sie ein Stück Klebeband an der Unterseite des Chips. Stellen Sie sicher, das Band wird die gesamte Oberfläche PDMS berühren, und dann ziehen Sie das Klebeband. </li><li> Wiederholen Sie den Schritt 2-3x um sicherzustellen, dass es zukeine Partikel oder Öl (aus früheren Experimenten erhalten) auf der Oberfläche des PDMS-Chip. Da die PDMS-Chip ist wiederverwendbar, ist es sehr wichtig, Ölreste zu entfernen, da es die Adhäsion von PDMS an Glas auswirken und zu einer unzureichenden Abdichtung. </li><li> Übertragen frühen (dh Nahrungssuche) 3. Larvenstadium in eine Petrischale Wasser enthält. (Die Nahrungssuche 3. Larvenstadium Larven sind in der Lebensmittel-, anstatt der Seite der Kulturfläschchen). Baden Sie die Larven im Wasser zu Kulturmedium zu entfernen. </li><li> Nehmen Sie ein sauberes Deckglas und legen Sie einen kleinen Tropfen Halocarbonöl 700 in der Mitte. </li><li> Mit einer Pinzette vorsichtig abholen eine saubere, Früh inszeniert 3. Larvenstadium aus dem Wasser (die Larve sollte ~ 3,5-4 mm lang sein). Legen Sie das Tier kurz auf einem leichten Tuch oder Papiertuch, um überschüssiges Wasser zu entfernen, und dann legen Sie es auf den Ölverlust. Der Tropfen sollte klein genug sein, so dass die Luftröhre der Larven nicht beschichtet sein. Lassen Sie die Larve stay auf der Öltropfen für 10 sek. </li><li> Entfernen Sie die Larve aus dem Öltropfen und legen Sie es auf eine saubere Glasdeck dann. </li><li> Übertragen Sie die Larve zu einem anderen Deckglas sauber. Dieser Schritt entfernt überschüssiges Öl. </li><li> Achten Sie auf die Larve Orientierung. Für die Abbildung der Nervenleitung und segmentale Nerven, sollte die Bauchseite Larve auf dem Deckglas sitzen. Seiner dorsalen Seite, gekennzeichnet durch zwei Längs Trachealtuben, sollte nach oben zeigen. Hinweis: Dies ist die Ausrichtung der Larve zieht natürlich. </li><li> Legen Sie vorsichtig die PDMS-Chip auf der Larve. Die Larve sollte Mitte Mitte der Mikrokammer ausgerichtet ist, mit seinem Schwanz in Richtung der Vakuumöffnung ausgerichtet ist. Achten Sie darauf, dass die Larve nicht die Ränder der Kammer zu berühren. Dies ist besonders wichtig für die vorderen und hinteren Luftröhrenanschlüssen. Hinweis: Dieser Schritt wird am besten unter einem Stereomikroskop durchgeführt. </li><li> Drücken Sie die PDMS-Chip gegen die Deckglas, um eine gute Abdichtung zu erreichen. Stellen Sie sicher, dass die Larve ist völligdurch die Mikrokammer, wenn der PDMS-Chip berührt den Deckglas eingeschlossen. </li><li> Schalten Sie die 3-Wege-Ventil auf, so dass die Spritze Luft aus der PDMS-Mikrokammer (durch die Rohrleitung) zu ziehen, um ein Vakuum zu erzeugen. </li><li> Mit einer Hand halten Sie die PDMS-Chip / Deckglas fest. Mit der anderen Hand den Spritzenkolben zu ziehen. Ziehen 2-2,5 ml Luft, bis ein Widerstand in der Spritze Griff fühlte, um Vakuum zu erzeugen. Das Vakuum erzeugt eine dichte Abdichtung zwischen der PDMS-Chip, Öl und Deck Schnittstellen und die Beweglichkeit der Larve. </li><li> Schaltet das Ventil ab, so dass die PDMS-Chip wird von der Spritze von der Umgebung isoliert. Als Ergebnis wird eine relativ stabile Unterdruckniveau in der Mikrokammer, ohne die Notwendigkeit zum Halten des Spritzenkolbens gehalten. </li><li> Überprüfen Sie die Larve unter dem Stereoskop, um sicherzustellen, dass der gesamte Tierkörper im Inneren der Mikrokammer platziert und dass das Tier unbeweglich. Die Luftröhre sichtbar sein soll. Der Rest derPDMS-Chip soll in Kontakt mit dem Deckglas sein. Hinweis: Siehe Abb. 2E und 2F Beispiele für Tiere in der Chip korrekt immobilisiert. Einige Fehlorientierungen sind in den 2G und 2H gezeigt. </li><li> Legen Sie die Larve Chip (PDMS-Chip + Deckglas) auf dem Mikroskop. Die Larve Chip, der Schlauch und der Spritze sollte sorgfältig behandelt werden, um ein Ablösen des PDMS-Chip aus dem Deckglas zu vermeiden. Für einen aufrechten Mikroskop, fixieren Sie die &#39;top&#39; Seite des Chips auf den Mikroskoptisch mit doppelseitigem Klebeband (Abbildung 1C). </li><li> Verwenden Sie eine Hoch vergrößerndes Objektiv (Öl-Immersion, 40-63X wird empfohlen), um die Struktur (en) des Tieres von Interesse zu finden und führen die Bildgebung. In einigen Fällen kann eine geringere Vergrößerung erforderlich ist, um den gewünschten Bereich für die Abbildung vor dem Umschalten auf eine stärkere Vergrößerung identifizieren. </li><li> Wenn Bildgebung abgeschlossen ist, das Vakuum durch Umschalten des Ventils in die Positiondas heißt zur Umgebung hin offen. </li><li> Lösen Sie die PDMS-Chip aus dem Deckglas. Die Larve sofort beweglich sein. </li><li> Verwenden einer Pinzette, um die Larve aus dem Mikrokammer entfernen und sanft Ort die Larve auf einem Traubensaft Agar-Platte für die Verwertung. </li></ol> 3. Induktion einer Nerv Crush Verletzung Larven segmentalen Nerven <ol><li> Folgen Sie Schritt 2.3 zu isolieren frühen inszenierten 3. Larvenstadium des gewünschten Genotyp. Wie in Schritt 2.3 beschrieben tauchen die Larven im Wasser, um die Nahrung zu entfernen. </li><li> Verwenden Sie ein Standard-fly CO 2-Betäubung entfernt, mit CO 2-Pad gehalten unter einem Stereomikroskop Dissektion, um die Larven zu unterwerfen. Die Larven werden sollte immotile nach der Platzierung auf CO 2-Pad für 1-2 min. </li><li> Jetzt legen Sie eine einzelne Larve narkotisierten auf einen Traubensaft-Agar-Platte unter dem Stereomikroskop. Schalten Sie das Tier Bauchseite bis zu den Bauchmark visualisieren und segmentalen Nerven durch Kutikula ( <strong&gt; Abbildung 3). Stellen Sie sicher, dass die Larve ist völlig unbeweglich. </li><li> Mit Dumostar Nummer-5 Pinzetten, kneifen die segmentalen Nerven dicht durch die Kutikula für 5-10 sek. Wenn das richtig gemacht wird, bleibt die Kutikula intakt und die Körperwand nicht durchstoßen wird. Anmerkung: Die Verletzung kann in verschiedenen Positionen entlang der anterior-posterioren Körperachse durchgeführt werden, solange die Bauchmark, der Speicheldrüsen und Darm nicht beschädigt werden. Die effektivste Verletzung Lage ist am Ende der 3. Abdominalsegments, wie in Fig. 3D gezeigt. Verletzung an diesem Ort die Schäden am Nerven und ist am einfachsten zu töten, ohne das Tier zu reproduzieren. </li><li> Nach der Verletzung, schalten Sie das Tier, so dass ihre Bauchseite nach unten auf das Traubenplatte. Es sollte in der Lage, seinen Kopf zu bewegen und zu essen. Wenn die Verletzung erfolgreich war, dann ist die hintere Hälfte der Larve wird gelähmt. </li><li> Halten Sie die verletzten Tiere auf der Traubensaft-Agar-Platte bei 25 &amp;Nr. 176, C für die gewünschte Zeit nach dem Versuchsziel. Für Motoneuronen, beginnt der proximalen Stumpf innerhalb von 8-10 Stunden Verletzungs 14 sprießen, und der distale Stumpf beginnt innerhalb von 6-8 Std. 15 degenerieren. Für die Klasse IV da sensorischen Neuronen, beginnt der proximalen Stumpf in 4-6 Stunden, und der distalen Stumpf Start sprießen in 3-4 Stunden nach der Verletzung degenerieren. Hinweis: Die mit entsprechenden Gal4 Treiber und fluoreszierenden Reporter kann das Sprießen und Degeneration in der Larve Chip beobachtet werden (zum Beispiel siehe Abbildung 6). </li></ol>

<ol><li>Pilling, A. D., Horiuchi, D., Lively, C. M., Saxton, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinesin-1+and+Dynein+are+the+primary+motors+for+fast+transport+of+mitochondria+in+Drosophila+motor+axons%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biol.+Cell%22%5BJournal%5D)">Kinesin-1 and Dynein are the primary motors for fast transport of mitochondria in Drosophila motor axons.</a> Mol. Biol. Cell. 17, 2057-2068 (2006).</li>
<li>Gunawardena, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disruption+of+axonal+transport+by+loss+of+huntingtin+or+expression+of+pathogenic+polyQ+proteins+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Disruption of axonal transport by loss of huntingtin or expression of pathogenic polyQ proteins in Drosophila.</a> Neuron. 40, 25-40 (2003).</li>
<li>Miller, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+observation+demonstrates+that+Liprin-alpha+is+required+for+trafficking+of+synaptic+vesicles%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Direct observation demonstrates that Liprin-alpha is required for trafficking of synaptic vesicles.</a> Curr. Biol. 15, 684-689 (2005).</li>
<li>Zito, K., Parnas, D., Fetter, R. D., Isacoff, E. Y., Goodman, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Watching+a+synapse+grow%3A+noninvasive+confocal+imaging+of+synaptic+growth+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Watching a synapse grow: noninvasive confocal imaging of synaptic growth in Drosophila.</a> Neuron. 22, 719-729 (1999).</li>
<li>Fuger, P., Behrends, L. B., Mertel, S., Sigrist, S. J., Rasse, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+imaging+of+synapse+development+and+measuring+protein+dynamics+using+two-color+fluorescence+recovery+after+photo-bleaching+at+Drosophila+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Live imaging of synapse development and measuring protein dynamics using two-color fluorescence recovery after photo-bleaching at Drosophila synapses.</a> Nat. Protoc. 2, 3285-3298 (2007).</li>
<li>Schmid, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activity-dependent+site-specific+changes+of+glutamate+receptor+composition+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Activity-dependent site-specific changes of glutamate receptor composition in vivo.</a> Nat. Neurosci. 11, 659-666 (2008).</li>
<li>Fuentes-Medel, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glia+and+muscle+sculpt+neuromuscular+arbors+by+engulfing+destabilized+synaptic+boutons+and+shed+presynaptic+debris%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Glia and muscle sculpt neuromuscular arbors by engulfing destabilized synaptic boutons and shed presynaptic debris.</a> PLoS Biol. 7, (2009).</li>
<li>Andlauer, T. F., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAndlauer%2C+TF+%22Building+an+imaging+chamber+for+in+vivo+imaging+of+Drosophila+larvae%22">Building an imaging chamber for in vivo imaging of Drosophila larvae</a>. , Cold Spring Harb. Protoc. 476-480 (2012).</li>
<li>Sandstrom, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+reduces+excitability+of+Drosophila+larval+motoneurons+by+activating+a+hyperpolarizing+leak+conductance%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Isoflurane reduces excitability of Drosophila larval motoneurons by activating a hyperpolarizing leak conductance.</a> Anesthesiology. 108, 434-446 (2008).</li>
<li>Sandstrom, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+depresses+glutamate+release+by+reducing+neuronal+excitability+at+the+Drosophila+neuromuscular+junction%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Isoflurane depresses glutamate release by reducing neuronal excitability at the Drosophila neuromuscular junction.</a> J. Physiol. 558, 489-502 (2004).</li>
<li>Mondal, S., Ahlawat, S., Rau, K., Venkataraman, V., Koushika, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+in+vivo+neuronal+transport+in+genetic+model+organisms+using+microfluidic+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Traffic%22%5BJournal%5D)">Imaging in vivo neuronal transport in genetic model organisms using microfluidic devices.</a> Traffic. 12, 372-385 (2011).</li>
<li>Ghannad-Rezaie, M., Wang, X., Mishra, B., Collins, C., Chronis, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+chips+for+in+vivo+imaging+of+cellular+responses+to+neural+injury+in+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Microfluidic chips for in vivo imaging of cellular responses to neural injury in Drosophila larvae.</a> PloS one. 7, (2012).</li>
<li>Schmid, A., Sigrist, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+neuromuscular+junctions%3A+histology+and+in+vivo+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Analysis of neuromuscular junctions: histology and in vivo imaging.</a> Methods Mol. Biol. 420, 239-251 (2008).</li>
<li>Xiong, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein+turnover+of+the+Wallenda%2FDLK+kinase+regulates+a+retrograde+response+to+axonal+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Protein turnover of the Wallenda/DLK kinase regulates a retrograde response to axonal injury.</a> J Cell Biol. 191, 211-223 (2010).</li>
<li>Xiong, X., Collins, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+conditioning+lesion+protects+axons+from+degeneration+via+the+Wallenda%2FDLK+MAP+kinase+signaling+cascade%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A conditioning lesion protects axons from degeneration via the Wallenda/DLK MAP kinase signaling cascade.</a> J. Neurosci. 32, 610-615 (2012).</li>
<li>Byrne, A. B., Edwards, T. J., Hammarlund, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+Laser+Axotomy+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">In vivo Laser Axotomy in C. elegans.</a> J. Vis. Exp. (51), (2011).</li>
<li>Williams, W., Nix, P., Bastiani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Constructing+a+Low-budget+Laser+Axotomy+System+to+Study+Axon+Regeneration+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Constructing a Low-budget Laser Axotomy System to Study Axon Regeneration in C. elegans.</a> J. Vis. Exp. (57), (2011).</li>
<li>Tian, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+neural+activity+in+worms%2C+flies+and+mice+with+improved+GCaMP+calcium+indicators%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators.</a> Nat. Methods. 6, 875-881 (2009).</li>
<li>Chudakov, D. M., Lukyanov, S., Lukyanov, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracking+intracellular+protein+movements+using+photoswitchable+fluorescent+proteins+PS-CFP2%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Tracking intracellular protein movements using photoswitchable fluorescent proteins PS-CFP2.</a> 2, 2024-2032 (2007).</li>
<li>Gurskaya, N. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+of+a+monomeric+green-to-red+photoactivatable+fluorescent+protein+induced+by+blue+light%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Engineering of a monomeric green-to-red photoactivatable fluorescent protein induced by blue light.</a> Nat. Biotechnol. 24, 461-465 (2006).</li>
<li>Rao, S., Lang, C., Levitan, E. S., Deitcher, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+of+neuropeptide+expression%2C+transport%2C+and+exocytosis+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Visualization of neuropeptide expression, transport, and exocytosis in Drosophila melanogaster.</a> J. Neurobiol. 49, 159-172 (2001).</li>
<li>Fujioka, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Even-skipped%2C+acting+as+a+repressor%2C+regulates+axonal+projections+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Even-skipped, acting as a repressor, regulates axonal projections in Drosophila.</a> Development. 130, 5385-5400 (2003).</li>
<li>Rietdorf, J., Steitz, A., Heidelberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Linear+unmixing+macro+for+ImageJ%5BTitle%5D)+AND+%22European+Advanced+Light+Microscopy+Network%22%5BJournal%5D)">Linear unmixing macro for ImageJ.</a> European Advanced Light Microscopy Network. , (2004).</li>
<li>Koon, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autoregulatory+and+paracrine+control+of+synaptic+and+behavioral+plasticity+by+octopaminergic+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Autoregulatory and paracrine control of synaptic and behavioral plasticity by octopaminergic signaling.</a> Nat. Neurosci. 14, 190-199 (2011).</li>
<li>Yarali, A., Gerber, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Neurogenetic+Dissociation+between+Punishment-%2C+Reward-%2C+and+Relief-Learning+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Behav.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A Neurogenetic Dissociation between Punishment-, Reward-, and Relief-Learning in Drosophila.</a> Front. Behav. Neurosci. 4, (2010).</li>
<li>Kuo, C. T., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendrite-specific+remodeling+of+Drosophila+sensory+neurons+requires+matrix+metalloproteases%2C+ubiquitin-proteasome%2C+and+ecdysone+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Dendrite-specific remodeling of Drosophila sensory neurons requires matrix metalloproteases, ubiquitin-proteasome, and ecdysone signaling.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102, 15230-15235 (2005).</li>
<li>Mondal, S., Ahlawat, S., Koushika, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+Microfluidic+Devices+for+in+vivo+Imaging+of+C.+elegans%2C+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila.</a> J. Vis. Exp. (67), (2012).</li>
<li>Xiong, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+highwire+ubiquitin+ligase+promotes+axonal+degeneration+by+tuning+levels+of+nmnat+protein%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">The highwire ubiquitin ligase promotes axonal degeneration by tuning levels of nmnat protein.</a> PLoS Biol. 10, (2012).</li>
<li>Shin, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dual+leucine+zipper+kinase+is+required+for+retrograde+injury+signaling+and+axonal+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Dual leucine zipper kinase is required for retrograde injury signaling and axonal regeneration.</a> Neuron. 74, 1015-1022 (2012).</li>
<li>Watkins, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DLK+initiates+a+transcriptional+program+that+couples+apoptotic+and+regenerative+responses+to+axonal+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">DLK initiates a transcriptional program that couples apoptotic and regenerative responses to axonal injury.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 110, 4039-4044 (2013).</li>
<li>Hammarlund, M., Nix, P., Hauth, L., Jorgensen, E. M., Bastiani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axon+regeneration+requires+a+conserved+MAP+kinase+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Axon regeneration requires a conserved MAP kinase pathway.</a> Science. 323, 802-806 (2009).</li>
<li>Guo, S. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femtosecond+laser+nanoaxotomy+lab-on-a-chip+for+in+vivo+nerve+regeneration+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Femtosecond laser nanoaxotomy lab-on-a-chip for in vivo nerve regeneration studies.</a> Nat. Methods. 5, 531-533 (2008).</li>
<li>O'Brien, G. S., Rieger, S., Martin, S. M., Cavanaugh, A. M., Portera-Cailliau, C., Sagasti, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+axotomy+and+time-lapse+confocal+imaging+in+live+zebrafish+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos.</a> J. Vis. Exp. (24), (2009).</li>
<li>Stone, M. C., Nguyen, M. M., Tao, J., Allender, D. L., Rolls, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+up-regulation+of+microtubule+dynamics+and+polarity+reversal+during+regeneration+of+an+axon+from+a+dendrite%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biol.+Cell%22%5BJournal%5D)">Global up-regulation of microtubule dynamics and polarity reversal during regeneration of an axon from a dendrite.</a> Mol. Biol. Cell. 21, 767-777 (2010).</li>
<li>Miller, D. L., Ballard, S. L., Ganetzky, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+synaptic+growth+and+function+in+Drosophila+with+an+extended+larval+stage%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Analysis of synaptic growth and function in Drosophila with an extended larval stage.</a> J. Neurosci. 32, 13776-13786 (2012).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Herstellen oder Erhalten der Larve Chip: Die Larve Chip besteht aus einem PDMS-Block (genannt die &quot;PDMS-Chip&quot;) zu einem Deckglas angebracht. Das Protokoll in Schritt 1 beschreibt das Verfahren zur Herstellung und Verwendung Larve Chips, unter der Annahme einer SU-8-Form verfügbar ist. Die SU-8-Form wird durch fotolithographisch Strukturieren einer 140 um dicken SU-8 Fotolackschicht auf einem Silizium-Wafer (für Details siehe Ghannad-Rezaie et al. 12) mikro. Da die Mikrofabrikation des SU-8-Form erfordert den Zugriff auf spezielle Ausrüstung, wir empfehlen es von einem Mikrofabrikationsstätte (zB. LNF die Einrichtung an der Universität von Michigan 14) oder aus einer Gießerei, indem sie ihnen das Chip-Design, die bereitgestellt wird als ergänzende Datei. Wenn man das Design der PDMS-Chip (zB für den Einsatz mit Larven in verschiedenen Größen), eine CAD-Software, die DXF-Dateien (zB Autocad) Griffe ändern will, kann verwendet werden. Ein SU-8 Form kann auch in-house folgenden Anweisungen in Mondal gemacht werden et al. Kann 27 Viele Leser finden es bequemer, einfach eine Probe zu erhalten PDMS-Chip zu versuchen, die Technik vor der Herstellung ihrer eigenen Chips. Dies wird auf Wunsch frei zugänglich gemacht werden. Die Nutzung der mikrofluidischen &quot;Larve Chip&quot; für die Live-Bildgebung: Das Immobilisierungsverfahren in der Larve Chip vermeidet die Verwendung von Anästhetika, sondern beinhaltet Druck über das Anlegen eines Vakuums, um die Bewegung des Tieres zu beschränken. Während Tiere Immobilisierung auf dem Chip für mehrere Stunden 12, eine kürzere Immobilisierung Zeitraum (5-15 min) überleben wird empfohlen. Das ist genug Zeit für die Abbildung vieler zellulärer Ereignisse von Interesse, einschließlich Änderungen der intrazellulären Kalzium, oder schnellen axonalen Transport. Dies ist auch genügend Zeit für die gewünschten Manipulationen in lebenden Tieren, wie z. B. laserbasierte Mikrochirurgie, Photobleichen und photoconverSion. Um Ereignisse in Längsrichtung über einen längeren Zeitraum in einem einzigen Tier zu studieren, können Tiere in den Chip mehrfach platziert werden und abgebildet, durch Ruhezeiten getrennt. Traubensaft-Agar-Platten sind ideal zum Ausruhen zwischen Imaging-Sitzungen, da sie eine einfache Nahrungsquelle und Feuchtigkeit. Mehrere Imaging-Sitzungen, beeinflussen Überlebens von Larven bis zu einem Grad, da jede Sitzung ein gewisses Risiko für eine Beschädigung des Tieres (siehe Teil 2 der Fehlersuche, unten). Tiere können routinemäßig&gt; 5 Mal im Laufe von zwei Tagen mit einer mehr als 50% Überlebensrate abgebildet werden. Da die Tiere nicht betäubt, gesund und beweglich sind sie sofort nach der Freigabe des Vakuums in den Chip. Es besteht daher keine Notwendigkeit für Erholungszeit zwischen den Bilderzeugungseinheiten, so dass der zeitliche Abstand zwischen den Sitzungen ist flexibel und kann zu den Zielen des Experiments angepasst werden. Fehlersuche: Die häufigste technische istverklagt Larve mit Chip und empfohlenen Lösungen sind die folgenden: (1) Das Tier wird zu viel in Bewegung. Zu viel Mobilität können mit den bildgebenden Ziele stören. Die häufigsten Gründe dafür in der Larve Chip sind a) das Tier ist zu klein für den Chip, oder b) der Unterdruck während der Immobilisierung Schritt aufgebracht gefährdet ist. Die in diesem Protokoll beschriebenen Larve Chip soll für frühe inszeniert 3. Larvenstadium. Die optimale Größe für das Tier ist 3,5-4 mm in der Länge (entlang der anterior-posterioren Achse). Um sicherzustellen, dass der Unterdruck ausreichend ist, ziehen die Spritze 2-2,5 ml, oder bis ein Widerstand in den Griff zu spüren. Ein Hinweis, dass das Vakuum arbeitet, ist, daß kleine Blasen in dem Umfangskanal kann gesehen werden, die sich langsam in Richtung der Vakuumquelle. Ein weiteres Indiz ist, dass das Deckglas sollte immer mit dem Chip zu reisen, wenn der Chip das Heben von oben (und das ist die empfohlene Methode für den Transport der KammerSobald die Larven positioniert ist und das Vakuum eingeschaltet ist). Das Vakuum kann beeinträchtigt werden, wenn sich Risse in dem Schlauch, oder wenn Öl in den Schlauch. Dies kann einfach durch den Austausch des 23 G Abgabe Nadelspitze und Polyethylen-Schlauch 50 (von 1,6 bis 1,14 Schritte) angesprochen werden. (2) Das Tier stirbt nach Bildgebung in den Chip. Das Verfahren soll die minimale Belastung auf das Tier zu verursachen, und Tiere von Wildtyp-Genotyp haben eine&gt; 90% Überlebensrate, selbst nach einer Stunde der Immobilisierung auf dem Chip 12. Da einige Genotypen weniger elastisch, um dem Stress der Chip sein, prüfen Sie zunächst, dass Wildtyp-Tieren (z. B. Kanton S) überleben die Immobilisierung Technik. a) Die häufigste Ursache für die Letalität falsche Positionierung der Larve (siehe Abbildungen 2G-H). Wenn Teile der Nagelhaut, Kopf-oder Luftröhre sind nicht ganz in der Kammer, dann beschädigte während der Immobilisierung werden kann, und eineLarven, die zu groß für den Chip (&gt; 4 mm) ist es weniger wahrscheinlich ist, zu überleben. b) Eine weniger häufige Ursache für Letalität ist die Verwendung von zu viel Druck oder Vakuum beim Laden des Chips. Wenn sie richtig in dem Chip positioniert ist, wird der Druck durch das Vakuum erzeugt wird gut vertragen. Doch übermäßiger Druck, entweder aus dem Vakuum oder in der Anfangsphase der Positionierung des Tieres kann ein Problem sein. Am besten ist es, den Grad der Druck empirisch durch Versuche mit Wildtyp-Larven in der richtigen Größe notwendig zu lernen. c) Wenn zu viel Halocarbonöl deckt Luftröhre des Tieres das Tier möglicherweise haben Probleme mit der langfristigen Überlebens. Das Öl spielt mehrere wichtige Rollen in der Chip: es ist wichtig für die Erzeugung des Vakuums, die Optik bei der Abbildung, und es wirkt Austrocknung in den Chip. Jedoch überschüssige Öl zu vermeiden. (Dies kann auch zu führen, in der Öl-Schlauch und Spritze, Kompromisse bei der Vakuum). Die vorgeschlagenen Protokoll Mäntel nur der Bauchseite der Larve mit Öl, dann removes überschüssige Öl durch die Platzierung der Larve auf ein sauberes Deckglas vor der Übertragung auf die endgültige Deckglas für die Bildgebung. d) Phototoxizität von der Bildgebungssitzung erlebt werden. Wie bei jedem Live-Imaging-Anwendung, ist es ideal, um kurze Belichtungszeiten mit geringer Intensität Laserlicht, das am besten mit einer hochempfindlichen Kamera oder Detektor erreicht wird, verwenden. Versuchen Sie, Beleuchtung mit UV-Licht zu minimieren, einschließlich Breitspektrum-Licht erzeugt durch Hg-Lichtquellen. Weitere Fragen und künftige Richtungen: Da diese Methode nicht Anästhetika zu nutzen, setzt das Herz des Tieres zu schlagen. Das schafft eine gewisse unvermeidbare Mobilität, die Bildgebung in einigen Orten mehr als andere betroffen. Die Beispiele hier zeigen, dass das Bauchmark, segmentalen Nerven und Körperwand kann leicht ohne Störung durch den Herzschlag abgebildet werden. In Fällen, in denen der Herzschlag Bildgebung betrifft, können die regelmäßigen Bewegungen manchmal mit korrigiert werdenin der Analyse-Software (zum Beispiel die Bildstabilisator-Plugin für ImageJ). Das funktioniert gut, wenn einzelne Objekte werden auf einer schnellen Zeitskala (zB ~ 1 um / s für den schnellen axonalen Transport) oder auf einem sehr langsamen Zeitskala (Minuten bis Stunden) bewegt. Allerdings, wenn das Objekt (e) von Interesse bewegen sich mit einer Reihe von Geschwindigkeiten und Richtungen, kann es schwieriger sein, für die Heartbeat-induzierte Bewegungen zu korrigieren. Ein weiteres Problem ist leichter Variabilität in der Optik von Tier zu Tier oder zwischen mehreren Bild Sitzungen des gleichen Tieres in den Chip. Je tiefer das Objekt von Interesse ist im Tier, desto größer ist diese Veränderung sein wird. Segment Nerven und das Bauchmark sind in der Regel zu tief im Tier dann in regelmäßigen Mikroskop abgebildet werden. Der milde Druck in der Larve Chip erlebt schiebt diese Strukturen jedoch sehr nah an der Nagelhaut und Deckglas. Der genaue Abstand dieser Strukturen aus dem Deckglas werden kleine Abweichungen von tr habenial vor Gericht. Die Variation für Objekte schließen die Kutikula, wie die Zellkörper der sensorischen Neuronen, ist geringer. Es ist daher wichtig, insbesondere für Messungen der Intensität, um eine große Anzahl von Tieren und unabhängigen Versuchen zur Berücksichtigung der Variabilität in der Optik verwenden. Während die hier gezeigten Beispiele haben sich auf Prozesse in Nervenzellen konzentriert, sollte der Ansatz zugänglich für jede Struktur in dem Tier, das innerhalb der Fokustiefe des Mikroskopobjektivs bringbar Bildgebung. Dies schließt die Schuppenschicht, Körperwand Muskeln, und ihre NMJs. Trachea auf der ventralen Seite des Tieres und möglicherweise Teile des Verdauungstrakts möglicherweise auch abgebildet werden. Das Tier kann auch mit seiner dorsalen Seite in Richtung der Deckglas für kurzfristige Abbildung von Strukturen in der Nähe der dorsalen Oberfläche positioniert werden. Die Fähigkeit, Bildstrukturen tief in das Tier durch den Arbeitsabstand des Mikroskopobjektivs verwendet begrenzt. Strukturen wie imaginal Scheiben sind unzugänglich hoher Vergrößerung (zB 40x) Ziele. Die in diesem Protokoll beschrieben Larve Chips für Larven im frühen 3. Larvenstadium (im Größenbereich von 3,5 bis 4 mm) ausgelegt. Doch viele interessante Fragen erfordern Bildgebung bei verschiedenen Larvenstadien. Kleinere Chips bis 2. Larvenstadium oder größere Chips aufnehmen zu spät 3. Larvenstadien unterbringen kann einfach mit dem gleichen Prinzip gestaltet werden. (Ergänzungs Abbildung 1 enthält eine leicht modifizierbar DXF-Datei für die Herstellung von Silikonformen mit veränderten Kammergrößen). Das einfache Prinzip der reversiblen Dichtung könnte auch auf andere Organismen, wie C. angewendet elegans oder Zebrafisch, mit der Haupt Variante die Kammergröße. Eine sinnvolle zukünftige Richtung ist es, einen Chip, viele Tiere auf einmal zu immobilisieren können, zu Screening-Zwecken verwenden zu entwerfen. Doch für diese, würde der Entwurf benötigen deutlich anders zu seinaus dem aktuellen Gerät, in dem die Fragen der Positionierung des Tieres in der Chip muss mit für jedes Tier unabhängig behandelt werden. Die Nervenquetschung Assay zur Untersuchung Verletzungen Antworten in Larven peripheren Nerven: Die für die Larven segmentale Nerven hier beschriebenen Nervenquetschung Assay ist eine einfache Methode für die Einführung einer Verletzung von peripheren Axonen in Drosophila. Die Vorteile dieser Methode sind: a) ist es einfach, mit Standardwerkzeugen in einer Drosophila-Labor (ein Stereomikroskop CO 2-Quelle und Pinzetten) gefunden zu führen, b) kann es schnell für viele Tiere durchgeführt werden, so dass die biochemische Analyse der Nervenstränge nach Verletzung führbar 14, c) die molekularen und zellulären Antworten auf diese Verletzungen sind hoch reproduzierbar 14,15,28 und kann verwendet werden, um Prozesse, die ebenfalls wichtig sind wirbel Neuronen 29,30 entdecken. Alternative Methoden für verletzte Nervenzellen ist es, focueinen Hochleistungslaser, beispielsweise einem gepulsten UV-oder Femtosekundenlaser, um ein Axon durch Laser-Mikro 17,31-33 abzutrennen. Die Larve Chip ist eine ideale Methode für die Positionierung des Tieres für solche Mikrochirurgie. Wegen der geringen Unterschiede in der Optik zwischen Studien, wie oben diskutiert, das laserbasierte Verfahren kann schwieriger sein, in Larven zu reproduzieren, insbesondere Larven segmentalen Nerven. Außerdem erfordert Laser bezogen axonale Schädigung mehr Zeit, um jedes Tier zu positionieren, damit es schwieriger, in großem Maßstab (mit einer großen Anzahl von Tieren) zu leiten. Fehlersuche: Die am häufigsten aufgetretenen technischen Problem aus der Nervenquetschung ist der Tod von Schäden an inneren Organen. Bei der Durchführung des zu vernichten, ist es wichtig, nicht zu kneifen die Bauchmark, Speicheldrüsen, oder Darm. Es ist auch wichtig, die Kutikula durchstoßen. Diese Probleme werden am besten, indem die Zange in einem 45 ° Winkel zu der Kutikula surfac vermiedene (siehe Abbildung 3). Die Qualität der Zange hat einen großen Einfluss auf die Wirksamkeit der Andrang und das Überleben danach. Wir empfehlen Dumostar Nummer 5 Pinzette. Um ihre Schärfe behalten, müssen die Zange mit Vorsicht behandelt werden, nicht für andere Zwecke verwendet und ersetzt, sobald sie stumpf oder verbogen werden. Die Größe des Tieres können auch Einfluss auf die Wirksamkeit der Andrang. Kleine Tiere (weniger als 3 mm in der Länge) sind viel weniger wahrscheinlich, um die Schädigung zu überleben. Bei großen Tieren (wandernde 3. Larvenstadium), ist es schwieriger, die Nerven zu lokalisieren und Schäden an den größeren Speicheldrüsen und Darm zu vermeiden, und es ist weniger Zeit, um Verletzungen Antworten vor der Verpuppung zu studieren. Die Nervenquetschung am effektivsten im frühen 3. Larvenstadium durchgeführt (das sind ~ 3-4,5 mm in der Länge entlang der anterior-posterioren Achse). Die Nahrungsquelle, die das Tier bei erhöhten beeinflussen können, dieStärke der Nagelhaut und das Überleben nach dem Gedränge. Es wird empfohlen, Tiere in der Lebensmittel von einem Standard-Hefe-Glucose-Rezept zu erhöhen. Die beste Methode für das Lernen, wie man das Gedränge effektiv tun ist, um zu üben auf viele Tiere, erst mit dem primären Ziel, das Überleben (und nicht Verpuppung) 24 Stunden nach dem Gedränge. Anfänger haben in der Regel eine geringe Überlebensrate (zB 10%), aber sobald die Technik gelernt haben, können die Überlebensraten zu erreichen ~ 90%. Weitere Fragen und künftige Richtungen: Der Andrang Assay bietet eine leistungsfähige Methode, um das Keimen der proximalen Axon zum Ort der Verletzung und die Degeneration von Axonen und Synapsen distal der Verletzungsstelle zu studieren. Während die Preise der Degeneration variieren zwischen den verschiedenen Neuronentypen, sie sind sehr gut reproduzierbar innerhalb eines bestimmten Neuronentyp und bietet Beweis für die Reproduzierbarkeit der Verletzung Assay. Im Gegensatz dazu ist die &quot;regenerative&quot; keimenAntwort im proximalen Axone beobachtet ist schwieriger zu studieren. Alle Axone in der segmentalen Nerven initiieren umfangreiche sprießen Nähe zum Ort der Verletzung (zum Beispiel siehe Abbildung 6 und Abbildung 3). Aber das Ausmaß der Keimung kann von Neuron zu Neuron variieren und ist schwer zu quantifizieren. Nach mehr fokalen Läsionen einzelner Motoneurone in Segment Nerven durch Verwendung eines UV-gepulste Farbstofflaser eingeführt wird, kann ein ähnlicher Grad und Variabilität in Keimen beobachtet werden. Wir interpretieren, dass die nondiscriminate Direktionalität der Keimung aufgrund der Abwesenheit von Führungssignale in den Segment Nerven. Im Gegensatz dazu sensorischen Nervenbahnen durch Laser Nähe ihrer Zellkörper verletzt zogen neuen axonalen Wachstums in der gleichen Richtung wie der Axon 34 verloren. Axone in dieser Region des Tieres wahrscheinlich präziser Positionsinformation zur Führung der regenerierenden Axonen ausgesetzt. Das Umfeld, in segmentalen Nerven ist unwahrscheinlich, viel resemblan habence für die Umwelt, dass die Axone ursprünglich während ihre Führung im Embryo navigiert, daher ist nicht zu erwarten, um Informationen müssen regenerierenden Axone führen. Eine weitere Einschränkung für die Untersuchung der Regeneration mit Hilfe der segmentalen Nervenquetschung Test ist, dass verletzte Axone sensorischen und Motoneuronen haben noch einen deutlichen Abstand zu (0,25-1 mm), um ihr Ziel zu erreichen, und einen begrenzten Zeitrahmen (&lt;3 Tage) vor der Tier erfährt decken Verpuppung. Eine aktuelle Studie hat eine genetische Manipulation der prothoraciotropic Hormon-Rezeptor, der die Dauer des 3. Larvenstadium Larvenstadium 35 verdreifacht identifiziert. Diese Manipulation wird der Zeitrahmen für die Untersuchung der Wiederherstellung und die Degeneration von Nervenzellen nach Verletzungen deutlich zu verlängern, bis 9 anstelle von 3 Tagen. Dies kann lange genug, um neue Ereignisse, wie Wiederverbindung eines verletzten Axons mit postsynaptischen Ziel beobachten, vor allem, wenn die Schädigung induziert wird, in der Nähe der synaptischen Ende.

Die Fruchtfliege, Drosophila melanogaster, ist als Modellorganismus für die über 100 Jahre genutzt worden und hat maßgeblich an der Definition grundlegender Signal-und Entwicklungswege, die von Wirbellosen die menschliche konserviert sind erwiesen. Live-Imaging ist ein wichtiger Ansatz zur Untersuchung zellulärer Mechanismen, und das einfache Körperplan und transluzente Kutikula der Drosophila Larve macht es zu einem attraktiven System für Live-Aufnahmen, insbesondere, da es viele genetische Werkzeuge zur Expression von fluoreszenzmarkierten Proteine ​​in bestimmten Zelltypen zur Verfügung. Eine wichtige Herausforderung für die Live-bildgebenden Verfahren ist nichtinvasiv zu immobilisieren und positionieren Sie ein Tier für die Mikroskopie. Konventionelle Ansätze umfassen Immobilisierung Dissektion 1,2 oder der Einsatz von Chloroform, die beide das Tier zu töten. Die Anästhetika Ether 4 und Isofluran 5-8 wurden ebenfalls verwendet. Anästhetika während viele Vorteile, Sie hemmen auch die neuronale Aktivität und wichtige Physiologie (einschließlich der Herzschlag) 11.09, daher kann der Prozess studierte beeinflussen und erzeugen Stress auf das Tier. Es gibt auch Bedenken hinsichtlich menschlicher Sicherheit für die Arbeit mit Äther und Isofluran. Wir haben eine drogenfreie Methode, um Drosophila-Larven in einer einzigen Schicht PDMS-Mikrofluidik-Vorrichtung, die wir die &quot;Larve Chip&quot; 12 nennen immobilisieren entwickelt. Dieses Protokoll beschreibt, wie einholen oder die Larve Chip, und wie man es für die Live-Bildgebung in der Früh inszeniert 3. Larvenstadium zu nutzen. Der Chip besteht aus einem eng anliegenden Mikrokammer, die auf Antrag eines Vakuums über eine Spritze, lähmt das Tier über sanfte mechanische Kraft zusammen. Die Immobilisierung Verfahren bringt ventralen Strukturen wie der Nervenstrang, segmentalen Nerven und Muskeln Körperwand, in unmittelbarer Nähe zu einem Deckglas. Dies ermöglicht eine hochauflösende Abbildung solcher Strukturen mit hoher numerischer Apertur (hohe Vergrößerung) Ziele. Vorteile der Larve Chip gegenüber anderen herkömmlichen Techniken gehören die folgenden: (i) Die Nutzung der Larve Chip ersetzt die Verwendung von Chemikalien, so dass für in-vivo-Bildgebung von narkotisierten Tieren. (Ii) Larven wieder sofort nach der Entlassung aus dem Chip (im Gegensatz zu einem 2 Stunden Erholungszeit für Isofluoran 8,13). Dies ermöglicht für die Bildgebung über weite Zeitskalen, von Millisekunden bis Minuten, Stunden und Tage. (Iii) Die Verwendung von PDMS, die ein gasdurchlässiges Material ist, kann zur kontinuierlichen Diffusion von Sauerstoff / Luft von der Umgebung in den Larvenkörper. (Iv) Der Chip ist einfach und sicher zu bedienen ist, und (v) sie wiederverwendbar ist, und kann bei minimalen Kosten hergestellt werden. Zusätzlich zu Anleitungen zur Verwendung der Larve Chip wird dieses Protokoll stellen mehrere Beispiele für die Anwendung auf neuronale Ereignisse 3. Larvenstadium zu studieren. Dazu gehören Live-Aufnahmen von Axonal Transport-, Calcium-Reaktionen auf Verletzungen und Zeitraffer-Studien über den Handel mit Foto-Cabrio-Proteine ​​über lange Strecken-und Zeitskalen. Eine weitere Anwendung der Chip ist, um neuronale Antworten auf axonale Schädigung zu untersuchen. Damit wird ein weiteres Verfahren (in Teil 3) für verletzte Axone in peripheren Nerven durch eine segmentale Nervenquetschung beschrieben. Dieser einfache Test kann sowohl schnell und reproduzierbar unter einer Standard Dissektion Stereomikroskop, das für viele Tiere in der gleichen Zeit verarbeitet werden können durchgeführt werden. Zellulären Reaktionen auf die Verletzung durch Live-Bildgebung in der Larve Chip untersucht werden.

<table><tbody><tr><td>0,5 mm Polyethylen-Schlauch</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-11B</td><td>Polyethylen-Schlauch, I.D. = 0,023 Zoll AD = 0,038 Zoll</td></tr><tr><td>1 mm Polyurethan-Schlauch</td><td>Fisher Scientific</td><td>BB521-63</td><td>Polyurethan-Schlauch, I.D. = 0,063 in&nbsp; AD = 0,125 Zoll</td></tr><tr><td>Widerhaken auf Widerhaken</td><td>Bio Rad</td><td>732-8300</td><td>0,8 mm Widerhaken auf Widerhaken</td></tr><tr><td>3-Wege-Absperrhahn</td><td>Ventil Bio Rad</td><td>732-8104</td><td>Aufschraubventil für die Spritze</td></tr><tr><td>Spritze (20 ml)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-817-33</td><td>Aufschraubspritze 20 ml zur Erzeugung von Vakuum</td></tr><tr><td>Dosiernadeln, 23 G (0,4 mm Innendurchmesser, 0,6 mm Außendurchmesser)</td><td>McMaster-Carr</td><td>75165A684</td><td>Nadel für Auslassanschluss</td></tr><tr><td>Dosiernadeln, 21 G, (0,6 mm Innendurchmesser, &nbsp; 0,8 mm Außendurchmesser)</td><td>McMaster-Carr</td><td>75165A679</td><td>Nadel für Auslassanschluss</td></tr><tr><td>Halogenkohlenwasserstofföl</td><td>Sigma</td><td>H8898</td><td>Halogenkohlenwasserstofföl 700</td></tr><tr><td>Dumostar Nummer 5 Pinzette</td><td>Roboz</td><td>RS-498</td><td>Für Nervenquetschung</td></tr><tr><td>PDMS Kit (Basis und Härter)</td> <td>Ellsworth</td><td>184 SIL ELAST KIT 0,5 KG</td><td>Dow Corning Sylgard 184 Silikonverkapselung 0,5 kg Kit Klarglas</td></tr><tr><td>Deckgläser</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-544-C</td><td>24 mm x 40 mm (Dicke gemäß Empfehlung für Ihr Mikroskopobjektiv)</td></tr><tr><td>Einweg-Plastikbecher (9 oz)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kaffeerührstäbchen</td><td></td><td></td><td></td>aus Kunststoff</tr><tr><td>Rasierklinge</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Traubensaft-Agar-Platten</td><td></td><td></td><td>Siehe <a href="http://cshprotocols.cshlp.org/content/2007/4/pdb.rec10925">http://cshprotocols.cshlp.org/content/2007/4/pdb.rec10925</a> für das Rezept</td></tr></tbody></table>

mit mikrofluidik-chips für live-imaging-und studienverletzungs antworten in<em&gt; drosophila</em&gt; larven

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live-Imaging ist eine wichtige Technik zur Untersuchung von zellbiologischen Prozesse, aber das kann in lebenden Tieren schwierig sein. Die lichtdurchlässige Kutikula der Drosophila Larve macht es zu einem attraktiven Modellorganismus für die Live-Imaging-Studien. Allerdings ist eine wichtige Herausforderung für die Live-Imaging-Techniken, um nicht-invasiv zu immobilisieren und positionieren Sie ein Tier auf dem Mikroskop. Dieses Protokoll stellt eine einfache und leicht zu bedienen Verfahren zur Immobilisierung und Abbildung Drosophila-Larven auf einem Polydimethylsiloxan (PDMS) Mikrofluidik-Vorrichtung, die wir die &quot;Larve Chip&quot; nennen. Die Larve Chip besteht aus einem eng anliegenden PDMS Mikrokammer, die mit einer dünnen Deckglas, das auf Antrag eines Vakuums über eine Spritze, lähmt das Tier und bringt ventralen Strukturen wie der Nervenstrang, segmentalen Nerven und Körper angebracht ist, besteht Wandmuskulatur, in unmittelbarer Nähe zu dem Deckglas. Dies ermöglicht eine hochauflösende Abbildung und wichtigsten ist, vermeidet die Verwendung von anesthetics und Chemikalien, die die Untersuchung eines breiten Spektrums von physiologischen Prozessen erleichtert. Da Larven leicht erholen sich von der Immobilisierung, können sie leicht auf mehrere Imaging-Sitzungen unterzogen werden. Dies ermöglicht eine Längsschnittstudien über die Zeit Kurse von Stunden bis Tagen. Dieses Protokoll beschreibt Schritt-für-Schritt, wie man den Chip und wie man den Chip für die Live-Darstellung von neuronalen Ereignisse im 3. Larvenstadium nutzen vorzubereiten. Diese Veranstaltungen sind die schnellen Transport von Organellen in Axonen, Calcium-Reaktionen auf Verletzungen und Zeitraffer-Studien über den Handel mit Foto-Cabrio-Proteine ​​über lange Strecken-und Zeitskalen. Eine weitere Anwendung des Chips ist es, regenerative und degenerative Antworten auf axonalen Verletzungen zu studieren, so dass der zweite Teil dieses Protokoll beschreibt ein neues und einfaches Verfahren für verletzte Axone in peripheren Nerven durch eine segmentale Nervenquetschung.

Drosophila-Larven sind eine attraktive Modellsystem für Live-Bildgebung aufgrund ihrer schein Kutikula und leistungsfähige Genetik. Dieses Protokoll beschreibt, wie man eine Single-Layer-PDMS-Gerät, genannt die &quot;Larve Chip&quot; für die Live-Darstellung von zellulären Prozessen in Nervenzellen des 3. Larvenstadium Drosophila-Larven nutzen.

Mit Mikrofluidik-Chips für Live-Imaging-und Studienverletzungs Antworten in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments besteht darin, Drosophila-Larven mithilfe einer modifizierten mikrofluidischen Kammer schonend zu immobilisieren, um eine Live-Bildgebung durchzuführen. Eine Dritte-Instar-Larve wird mit etwas Öl in den Chip eingebracht, um die Abdichtung der Larve zu unterstützen. Anschließend wird der Chip so über die Larve gelegt, dass ihr Körper innerhalb der Kammer liegt.Der Chip ist mit einer Spritze verbunden, sodass ein Vakuum angelegt werden kann. Die Beweglichkeit der Larven wird eingeschränkt, und Strukturen im ventralen Teil des Tieres werden nahe an die Deckglasoberfläche gedrückt. Mithilfe eines konfokalen Mikroskops lassen sich Strukturen leicht abbilden, wie beispielsweise die Details der Axonendigungen sensorischer Neuronen sowie die Regeneration segmentaler Nerven nach induziertem Nervenschaden.Andere Methoden zur Immobilisierung von Josepha für die Live-Bildgebung, große Mengen Chloroformether oder ISO-Anästhetika. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie die Verwendung solcher Toxine vermeidet, die die Physiologie des Tieres beeinträchtigen. Ein zusätzlicher Vorteil der Abwesenheit von Toxinen ist, dass die Larven sicher und einfach zu handhaben sind. Die stabile Immobilisierung ermöglicht die Bildgebung schneller Vorgänge wie des schnellen axonalen Transports und von Veränderungen im intrazellulären Kalziumspiegel.Eine einzelne Larve kann mehrfach in dem Chip fixiert und abgebildet werden. Dies ermöglicht Zeitrafferaufnahmen. Die Abbildung von Prozessen, die über einen Zeitraum von bis zu 72 Stunden stattfinden, beginnt damit, dass man einen Probenchip aus PDMS erhält, um dieses Protokoll auszuprobieren.Anleitungen zum Herstellen eines A-P-D-M-S-Chips aus einer SU-acht-Form sind im Textprotokoll unter Verwendung einer 21-Gauge-Dosierspitze nachzulesen. Stellen Sie ein Loch im Vakuumanschluss des PDMS-Chips für ein invertiertes Mikroskop bereit. Entfernen Sie eine 23-Gauge-Nadel von ihrer Basis, indem Sie die Sicherungshülse mit einigen Drehbewegungen lösen.Stechen Sie dann die Nadelspitze in ein kleines Stück Polyethylen-Schlauch, sodass der Schlauch mindestens einen Millimeter der Nadel bedeckt. Schneiden Sie mit einer Rasierklinge das überschüssige Schlauchende ab. Dadurch entsteht ein Kunststoffring, der eine Dichtung bilden kann.Führen Sie die Spitze einer 23-Gauge-Nadel in das Loch des Vakuumhafens ein. Bei einem aufrechten Mikroskop stechen Sie mit einer 21-Gauge-Dosier-Nadel ein zweites Loch in die Seite des PDMS-Chips. Dieses Loch ermöglicht den seitlichen Zugang zu dem ersten Loch.Danach die Kanüle mit 23 Gauge und den Schlauchring in das Seitenloch einführen. Ein Stück doppelseitiges Klebeband über die Oberseite des PDMS-Chips legen, um das obere Loch abzudichten. Ein 20 cm langes Stück Polyethylen-Schlauch zwischen der am Vakuumanschluss des Chips eingeführten Kanüle und einem der Anschlüsse eines Dreiweghahns anschließen.Danach eine 20-Milliliter-Spritze an einen der beiden verbleibenden Anschlüsse des Ventils anschließen, wobei der letzte Anschluss offen bleibt. Den PDMS-Chip mit transparentem Klebeband reinigen. Ein Stück Klebeband an die Unterseite des Chips anbringen.Stellen Sie sicher, dass das Klebeband die gesamte PDMS-Oberfläche berührt, und ziehen Sie das Band dann ab. Wiederholen Sie diese Reinigungsmethode dreimal. Da der PDMS-Chip wiederverwendbar ist, ist es sehr wichtig, Ölrückstände zu entfernen, da diese die Haftung von PDM auf Glas beeinträchtigen können. Übertragen Sie frühzeitiges Nahrungssuchen.Dritte-Instar-Larven von der Nahrung auf eine Petrischale mit Wasser übertragen. Sie müssen zwischen 3,5 und vier Millimeter lang sein, um korrekt in den Chip zu passen. Die Larven spülen, um das Kulturmedium zu entfernen.Als Nächstes wird ein kleiner Tropfen Halo-Carbon-700-Öl in die Mitte eines Glas-Deckgläschens gegeben. Mit einer Pinzette wird eine gewaschene Larve vorsichtig aufgenommen, kurz auf ein leichtes Abwischpapier gelegt, um sie abzutrocknen, und anschließend für 10 Sekunden in das Öl überführt. Der Tropfen sollte klein genug sein, sodass die Tracheen der Larven nicht mit Öl bedeckt werden.Legen Sie dann die Larven kurz auf eine saubere Glasdeckfolie und übertragen Sie sie auf eine andere Deckfolie, um etwas mehr Öl zu entfernen. Achten Sie dabei auf die Orientierung der Larven, um das Nervenkorsett und die segmentalen Nerven abzubilden.Die ventrale Seite sollte nach unten weisen. Die leicht erkennbaren Tracheenröhrchen sollten nach oben zeigen. Legen Sie nun vorsichtig den PDMS-Chip auf die Larven.Richten Sie die Larven in der Mitte der Mikrokammer aus. Die Larve sollte mit ihrem Hinterende zum Vakuumanschluss zeigen und die Kanten der Kammer nicht berühren. Sobald sie ausgerichtet ist, drücken Sie den PDMS-Chip fest gegen die Glasdeckfolie, um eine gute Abdichtung zu erzielen.Überprüfen Sie dann erneut, ob sich die Larve vollständig in der Mikrokammer befindet. Schalten Sie nun das Dreiwegventil auf die Spritze. Halten Sie die PDMS-Anordnung fest und ziehen Sie den Spritzenkolben zurück, um zwei bis 2,5 Millimeter Luft zu entziehen, bis ein Widerstand spürbar ist.So entsteht ein Vakuum. Danach schließen Sie das Ventil. Um das Vakuum sorgfältig aufrechtzuerhalten, überprüfen Sie die Larven nochmals. Der Körper sollte innerhalb der Mikrokammer fixiert sein, und die Tracheen sollten sichtbar sein. Der Rest des PDMS-Chips sollte mit dem Deckglas in Kontakt stehen. Solche Ausrichtungen sind nicht korrekt. Nun bilden Sie die Larven ab.Wenn ein aufrechter Mikroskop verwendet wird, befestigen Sie die obere Seite des Chips mit doppelseitigem Klebeband an der Objektbühne. Nach Abschluss der Bildaufnahme lösen Sie das Vakuum. Anschließend entfernen Sie den PDMS-Chip vom Deckglas.Die Larve sollte sich sofort mit einer Pinzette bewegen lassen. Stellen Sie die Larven zur Erholung auf eine Agarplatte mit Traubensaft zurück. Legen Sie eine einzelne anästhesierte Larve auf eine Agarplatte mit Traubensaft.Unter dem Stereomikroskop das Tier mit der Bauchseite nach oben drehen. Um das Bauchmark und die segmentalen Nerven sichtbar zu machen, sicherstellen, dass die Larve vollständig bewegungslos ist. Das Bauchmark und die Speicheldrüsen lokalisieren.Es ist wichtig, diese Strukturen nicht zu beschädigen. Lokalisieren Sie das Ende des dritten Bauchsegments. Verletzungen an dieser Stelle schädigen die meisten Nerven und sind am einfachsten reproduzierbar, ohne das Tier zu töten.Die Verletzung kann auch in weiter posterior gelegenen Segmenten mit einer Duostar-Nummer-fünf-Zange durchgeführt werden. Die segmentalen Nerven durch das Cuticula für fünf bis zehn Sekunden kräftig einklemmen. Bei korrekter Durchführung bleibt die Cuticula intakt und die Körperwand wird nicht durchstoßen.Die Beherrschung erfordert Übung, nachdem das Tier mit der Bauchseite nach unten auf die große Platte gelegt wurde. Es sollte in der Lage sein, den Kopf zu bewegen und zu fressen. Wenn die Verletzung erfolgreich war, wird die hintere Körperhälfte der Larven gelähmt sein.Der Larven-Chip wurde verwendet, um den Kinesin-vermittelten Transport von synaptischen Vesikeln in einzelnen peripheren Axonen abzubilden. Die anterograd gerichtete Bewegung dieser Vesikel betrug etwa 1,0 Mikrometer pro Sekunde. Die retrograde Bewegung wurde mit 0,8 Mikrometer pro Sekunde gemessen.Die Immobilisierungstechnik wurde für die Laser-Mikrochirurgie unter Verwendung eines gepulsten UV-Farbstofflasers eingesetzt. Calciumspiegel wurden in spezifischen Neuronen mithilfe eines genetisch kodierten Indikators beobachtet. G camp 3.0 zeigt einen Calciumspitzenwert nach einem sensorischen Neuron an.Das Dendrit wird durchtrennt. Die Zeiträume der Ruhe des Tieres zwischen den Bildgebungssitzungen ermöglichen die Beobachtung zellulärer Vorgänge über die Zeit. Nach dem Zerquetschen der Axone der motorischen Neurone des Emetic-Nervensystems zeigte der proximale Axonstumpf eine neue Aussprossung.Unterdessen bildeten die distalen Axone Varikositäten und zerfielen im Verlauf der wallerischen Degeneration. Mithilfe des Larven-Chips ist ebenfalls die in-vivo-Verfolgung photochemisch umgewandelter fluoreszierender Proteine möglich. Ein DRA-zwei-Alpha-Tubulin-Fusionsprotein, das in sensorischen Neuronen der Klasse vier exprimiert wird, wurde in den Zellkörpern photochemisch umgewandelt.Binnen zwei Tagen wurde eine signifikante Menge an photoaktiviertem Protein in die Axonendigungen der Sinnesneuronen umgelagert, etwa einen Millimeter entfernt vom ursprünglichen Ort im Zellkörper. Nachdem Sie sich dieses Videos angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man den Larven-Chip für die Live-Bildgebung von Drosophila-Larven verwendet und wie man eine Nervenquetschverletzung durchführt. Sobald diese Techniken beherrscht sind, können die Larven innerhalb weniger Minuten unter dem Mikroskop positioniert werden.Die Nervenquetschung ist genauso schnell. Daher können diese Verfahren für groß angelegte Experimente, wie genetische Untersuchungen, verwendet werden. Der Chip kann verwendet werden, um Strukturen auf der ventralen Seite der Drosophila-Larven abzubilden.Dazu gehören unter anderem Muskeln, synaptische Verbindungen der neuromuskulären Junction, Sinnesneuronen, periphere Nerven und die ventrale Nervenstrang. Dieses Verfahren kann auch zur Live-Bildgebung des larvalen Herzens, der Speicheldrüsen und der Tracheen verwendet werden. Der in diesem Video verwendete Larven-Chip ist für Tiere mit einer Länge zwischen 3,5 und vier Millimeter dimensioniert.Für die Bildgebung können bei kleineren oder größeren Tieren Chips mit einer kleineren oder größeren Kammer einfach hergestellt werden. Siehe die ergänzende Designdatei und Anleitung zur Herstellung von PDMS-Chips. Die Anweisungen zur Herstellung der PDMS-Chips sind im schriftlichen Protokoll enthalten.Wir können Ihnen einen Beispiel-Chip zusenden, wenn Sie uns kontaktieren.

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